Seleccione el tipo anatómico correcto donde se obtendrá el espécimen, y utilice la técnica apropiada y los instrumentos o elementos adecuados para su obtención.
En el caso de investigar microorganismos anaeróbicos, la biopsia y el aspirado con aguja, son las muestras de elección. Los hisopos y sistemas tipo Culturette son los menos deseables para este fin.
Nunca refrigere una muestra por anaerobios.
Coleccione un apropiado volumen de muestra.
Insuficiente material puede ser causa de resultados falso-negativo.
Procedencia, tipo de muestra, fecha de colección e iniciales del funcionario que tomó la muestra.
Coloque la muestra en un receptáculo adecuado para su transporte con el fin de asegurar la sobre vivencia del posible agente infeccioso, evitar derrame del espécimen y mantener las medidas de bioseguridad apropiadas.
TRANSPORTE DE LA MUESTRA
1. La mayoría de las especies bacterianas son vulnerables a demoras en
su procesamiento, cambios de temperatura, humedad, etc. Durante el transporte las bacterias de rápido crecimiento, pueden crecer sobre los patógenos más fastidiosos y de crecimiento lento o con requerimientos especiales, por lo que es vital en el éxito del cultivo que la muestra sea transportada y procesada con la celeridad necesaria.
2. Todas las muestras deben ser enviadas inmediatamente al laboratorio después de colectadas. Se debe instruir al personal médico, de enfermería y mensajeros en la importancia de un transporte expedito de las muestras clínicas.
2. CRITERIOS DE RECHAZO DE MUESTRAS CLINICAS :
El personal del laboratorio debe tener siempre presente que los especímenes clínicos que son enviados para su evaluación, representan elementos de suma importancia en la detección, evaluación y control de enfermedades potencialmente activas que aquejan al paciente y que la rapidez y eficiencia con que se logre obtener información de utilidad clínica de las mismas, tendrá repercusiones directas en la salud del paciente, el manejo racional y adecuado de los recursos del laboratorio, la seguridad del resto de los pacientes y el personal que allí labora, el control de los antibióticos, el tiempo de hospitalización, disminución de costos de operaciones y en general la credibilidad del laboratorio y el hospital en general.
Por todo lo anterior las muestras que son recibidas por el laboratorio, deben ser apropiadamente colectadas, transportadas y procesadas. Estas muestras deben representar la causa probable de infección, de lo contrario el procesamiento y reporte de muestras no adecuadas puede proveer información equivocada, lo cual puede llevar a un mal diagnóstico y por consiguiente fallas en el tratamiento que pueden poner en peligro la vida del paciente. Si recibimos basuras, reportaremos basura!!
Consecuentemente, el laboratorio debe poner en ejecución una política estricta de aceptabilidad y rechazo de muestras clínicas.
Causales de rechazo de muestras clínicas:
a) Muestras no rotuladas o sin identificación.
b) Discrepancia en la identificación del paciente y la muestra.
c) Inapropiado envase o inapropiado medio de transporte.
d) Demora prolongada en enviar la muestra al laboratorio.
e) Duplicación de muestra del mismo paciente dentro de 24h, excepto sangre.
f) No indicar tipo de muestra o procedencia.
g) No indicar tipo de examen en la orden.
h) Muestra con preservativos.
i) Muestra derramada o rotura del envase.
j) Hisopos secos.
k) Un solo Culturette con múltiples ordenes.
l) Muestra para anaerobios en envase inapropiado.
m) Cultivo por anaerobios de muestras con flora anaeróbica normal.
n) Frotis de Gram por N. gonorrhoeae de muestras de cérvix, vagina y cripta anal.
o) Cultivo por anaerobios de orina colectada por vaciado directo.
p) Orina colectada de la bolsa del catéter.
q) Saliva.
r) Frotis directo por Gram de hisopos.
s) Volumen inadecuado.
j) Contaminación obvia de la muestra.
3. MUESTRAS DESAPROBADAS DEBIDO A SU CUSTIONABLE INFORMACION CLINICA :
a) Hisopo superficial oral.
b) Hisopo de decúbito.
c) Hisopo de úlceras varicosas.
d) Hisopo de lesión superficial gangrenosa.
e) Contenido de vejiga.
f) Vómito.
g) Punta de catéter Foley.
h) Descarga de colestomía.
i) Loquios.
j) Aspirado gástrico de recién nacido.
k) Frotis faríngeo o nasal.
Muestras no adecuadas para cultivo por anaerobios:
a) Lavado bronquioalveolar desprotegido.
b) Hisopo cervical.
c) Aspirado endotraqueal.
d) Loquios.
e) Hisopo nasofaríngeo / Secreción faríngea.
f) Líquido seminal o prostático.
g) Esputo por expectoración o inducido.
h) Heces o muestra rectal.
i) Secreción uretral / hisopo vaginal o vulvar.
j) Orina por vaciado directo o catéter.
4. PRIORIDAD DE LAS MUESTRAS:
Todas las muestras deben ser procesadas lo más rápidamente posible al llegar al laboratorio. Sin embargo, su manejo puede ser clasificado de la siguiente manera, independientemente de su orden.
MUESTRAS URGENTES
Sangre.
LCR. (Su estudio tiene Prioridad sobre cualquier otra muestra o trabajo).
Aspirado Transtraqueal
Líquido pericardico.
Líquido amniótico.
Tracto respiratorio inferior.
Muestras quirúrgicas de la sala de CIC.
Líquido articular (Artritis séptica).
Biopsia de Pulmón.
MUESTRAS DE RUTINA
Boca.
Líquido pleural.
Quemaduras.
Ocular.
Orina.
Genitales (Mujer).
Muestras quirúrgicas.
Líquido peritoneal.
MUESTRAS ELECTIVAS
Líquido ascítico.
Bilis.
Líquido articular (No artritis).
Líquidos intravenosos.
Genitales (Hombres).
Nasal.
Oído.
Nasofaríngeo.
Rectal.
Ulceras, vesículas.
Piel.
Post Mortem.
CONTROL DE CALIDAD
1. CONTROL DE CALIDAD DE LOS MEDIOS DE CULTIVO:
Los medios de cultivo deshidratados son higroscópico y la absorción de agua del exterior, así como la formación de agua dentro de la botella como consecuencia de las fluctuaciones de temperatura en el ambiente, favorecen el crecimiento bacteriano. Esto puede conducir al consumo de nutrientes, variaciones de Ph y cambios en el color del medio. Además la exposición a la luz puede llevar a importantes alteraciones en los constituyentes del medio de cultivo.
Tomando en cuenta los factores antes señalados, los medios de cultivo deshidratados deben almacenarse siempre en lugares frescos, a temperatura ambiente y protegidos contra la humedad y la luz. La mayoría de los suplementos se guardan en refrigeración. Utilizando condiciones de almacenamiento adecuadas, los medios elaborados en polvo tienen una vida útil de al menos 3 años. Algunos autores señalan que no es necesario el control de calidad de rutina de los medios comerciales en polvo, a menos que circunstancias durante su empleo lo sugieran. El material que ha sufrido cambios substanciales, tales como hidratación, endurecimiento y cambio de color, deben descartarse.
Se debe mantener un registro de cada frasco de medio de cultivo deshidratado, con el nombre del producto, nombre y número telefónico de la casa proveedora, número de control del frasco, fecha de recibo, fecha de expiración, número de lote y fecha en que se abrió el frasco.
El grado de disolución de un medio deshidratado, así como la eficacia del mismo ya preparado, depende en gran medida del procedimiento empleado en la rehidratación. Se recomienda utilizar agua recién destilada o completamente desmineralizada y un erlenmeyer con capacidad del doble del medio que se quiere preparar. Si el medio va a distribuirse en tubos, debe agitarse constantemente para asegurar una adecuada homogenización al momento de servirlos.
d) Cuando se va a esterilizar, debe asegurarse en seguir las instrucciones de tiempo, presión y temperatura para la obtención de medios de cultivo óptimos.
Una temperatura de 121 °C , presión de 15 libras y un tiempo de esterilización de 15 minutos, son suficientes para la mayoría de los medios. Si no se dispone
de autoclave, es posible esterilizar en marmita de vapor a 100 °C por 30 mts. En tal caso la esterilización debe repetirse durante 3 días consecutivos.
5) El medio esterilizado debe ser enfriado a 45°-60°C en un baño maría, para evitar la formación de agua de condensación. Al ser vertidos en las placas Petri,
evitar la formación de burbujas y coágulos. Durante el proceso de servida, debe tomarse una muestra del medio para realizar el control de calidad por esterilidad
y eficiencia.
6) El medio de cultivo reconstituido tiene una vida útil limitada. Si no se emplea de inmediato, debe almacenarse bajo condiciones apropiadas para garantizar su
utilidad durante un periodo de tiempo.
El almacenamiento a 4°C es el mejor para la mayoría de los medios, sin embargo, aquellos que contienen Tioglicolato, deben guardarse a temperatura ambiente.
7) Los medios deben mantenerse preferiblemente en sitios oscuros, ya que la luz puede afectar algunos de sus componentes. Para evitar la desecación se aconseja que se guarden en bolsas plásticas bien cerradas. Las placas Petri almacenadas así, deben mantenerse con el fondo hacia arriba.
8) Dado que los medios almacenados en refrigeración, cuando pasan a temperatura ambiente tienden a formar agua de condensación en la superficie, se recomienda poner los platos Petri en la incubadora a 35°C por 2 horas, colocándolos con el fondo hacia arriba para obtener una superficie seca. Esto es particularmente importante para que el agua no afecte la individualidad de las colonias en el aislamiento o en los casos de pruebas de sensibilidad a los antibióticos en los que el exceso de agua puede afectar la dilución de las colonias y por ende la lectura del halo de inhibición.
9) Cada lote preparado de medio de cultivo se prueba antes de su uso rutinario, por eficiencia o calidad, mediante la inoculación de microorganismos cuyo
comportamiento conocemos, tanto para reacciones positivas como negativas.
Puede utilizarse para ello cepas bacterianas domésticas o cepas control comerciales ( ATCC ).
Se debe guardar un libro de registro de los resultados obtenidos.
10) Evite el congelamiento de los medios preparados o la sangre de carnero.
11) Al colocar en la refrigeradora los medios preparados, debe colocar los de más reciente preparación al fondo y los mas viejos adelante.
12) Rotular todos los medios preparados, tanto en platos Petri como en tubos, indicando además, la fecha de preparación y expiración.
PRUEBAS BASICAS DE CONTROL DE CALIDAD DE MEDIOS PREPARADOS:
(a) Ph
(b) Esterilidad
(c) Capacidad de crecimiento y reacción
(d) Estabilidad
CRITERIOS DE CALIDAD DE LOS MEDIOS PREPARADOS:
(a) Rajadura del plato o envase.
(b) Rajadura en la superficie del medio.
(c) Variaciones en el volumen del medio.
(d) Hemólisis.
(e) Cristales en el medio.
(f) Presencia de burbujas.
(g) Presencia de coágulos.
(h) Cambio de color normal.
(i) Contaminación.
(j) Falla en la inhibición de microorganismos saprófitos.
FALLAS Y CAUSAS EN LA PREPARACION DE MEDIOS DE CULTIVO:
Valor de Ph incorrecto:
Medir el Ph por encima de los 25°C.
Sobrecalentamiento en la esterilización, vuelta a fundir o calentamiento prolongado a 50°C.
Solución incompleta del medio.
Mala calidad del agua.
Recipiente mal lavado o con residuos químicos.
Mala conservación del medio deshidratado o vencido.
Turbidéz o precipitación:
Mala calidad del agua.
Sobrecalentamiento.
Ph incorrecto.
Solución incompleta.
Oscurecimiento:
Sobrecalentamiento.
Solución incompleta.
Alteración del Ph.
Gel blando :
Bajo porcentaje de agar en el medio.
Errores en la pesada del medio deshidratado o en los suplementos.
Sobrecalentamiento.
Mala homogenización del medio.
Exceso de agua.
Crecimiento bacteriano pobre:
Exceso de calentamiento.
Substancias inhibidoras en el agua o en el recipiente.
Alteración en el Ph.
EVALUACION DE LA EFICIENCIA DE LOS MEDIOS DE CULTIVO
PREPARADOS:
MEDIO DE CULTIVO ORGANISMO CONTROL REACCION ESPERADA
TSI E. coli ácido/ácido
TSI Shigella flexneri alcalino/ácido
TSI Pseudomona aeruginosa alcalino/alcalino
SIM Proteus mirabilis movilidad positiva
SIM K. Pneumoniae movilidad negativa
Citrato de Simmons K.pneumoniae color azul. Crece
Citrato de Simmons E. coli color verde. No crece.
Caldo de urea Proteus mirabilis Rojo-Morado. Positivo.
Caldo de urea E. coli color Naranja. Negativo.
Agar sangre Estr.Betahem.Grupo B Crece. Betahemólisis.
Agar sangre S. pneumoniae Crece. Alfahemólisis.
Agar sangre K.pneumoniae Crece. No hemolítico.
McConkey E. coli Crece. Colonias moradas.
McConkey Proteus sp Crece. Colonias claras.
McConkey Estafilococos No crece.
McConkey Sorbitol E.coli 0157:H7 Colonias claras. Sorbitol negativo
McConkey Sorbitol Proteus sp Colonias claras. Sorbitol negativo
McConkey Sorbitol Klebsiella sp Colonias rosadas. Sorbitol positivo
EMB E. coli Brillo metálico
EMB Proteus colonias Claras
Manitol Sal Estafilococos Colonias amarillas
Manitol Sal E. coli No crece.
SS agar Salmonella sp Crece. Colonias claras con H2S
MEDIO DE CULTIVO ORGANISMO CONTROL REACCION ESPERADA
SS agar E. coli No crece.
Agar alcohol-fenil etílico Estafilococos Crece.
Agar alcohol-fenil etílico E. coli No crece.
Thayer-Martin N. Gonorrhoeae Crece.
Thayer-Martin E. coli No crece.
OF – medio E. coli Amarillo ambos tubos. Fermentador
OF – medio Pseudomona sp Un tubo amarillo. Oxidativo
OF – medio Moraxella sp Ningún tubo amarillo. Inerte
Lysina decarboxylasa Citrobacter freundii alcalino/ácido H2S +
Lysina decarboxylasa Proteus vulgaris Rojo/ácido H2S –
Lysina decarboxylasa Salmonella arizonae Alcalino/alcalino H2S +
Bili-Esculina Streptococcus mitis Incoloro
Bili-Esculina Enterococcus faecalis Negro
Caldo Malonato Klebsiella pneumoniae Azul
Caldo Malonato E. coli No cambia el color
NaCl 6.5% Streptococcus mitis No crece
NaCl 6.5% Enterococcus faecalis Crece
Sabouraud-Dextrosa agar Levaduras Crece
Sabouraud-Dextrosa agar Dermatofitos Crece
Sabouraud-Dextrosa agar Estafilococos Crece
Mycosel agar Levaduras Crece
Tioglicolato Flora mixta Crece
Selenita Flora mixta Crece en menos de 24h
Caldo Cerebro–Corazón Flora mixta Crece
2. CONTROL DE CALIDAD DE LOS SUPLEMENTOS:
1. Es importante tener en cuenta que los suplementos de los medios de cultivo,
pudieran confrontar problemas de eficiencia o inhibición, ya que como todo
producto pudiera no haber sido almacenado y/o transportado adecuadamente.
Solo el uso rutinario de los medios de cultivo preparados con éstos
suplementos, pudieran darnos la alarma de problemas en los mismos.
2. Muchos suplementos son sensibles al calor, por ello se añaden al medio después de la esterilización para evitar su deterioro.
3. Los medios preparados con la mezcla inhibidora VCN , deben ser utilizados
dentro de los 8 días siguientes a su preparación ya que la eficacia de la mezcla
decrece muy rápidamente. La misma advertencia es aplicable a los frascos de
VCN rehidratados, por lo que conviene guardarlos congelados si no se va a
usar de inmediato. No sobrepasar los 15 días,
4. En el caso de la sangre de carnero para la preparación del agar sangre, es
Importante cada vez que se reciba un nuevo lote, anotar su apariencia, observar por presencia de coágulos, hemólisis, número de lote, fecha de recibo y expiración, hacerle una determinación de hemoglobina, la cual debe medir entre los 13.0 – 15.0 g/dl, y por supuesto se debe tomar con una jeringuilla una pequeña muestra del vial para sembrarla en agar sangre y tioglicolato para determinar su esterilidad. Los laboratorios que cuenten con los Sistemas Computarizados para hemocultivos, como BacT/alert y Bactec, pueden utilizar sus frascos para analizar la esterilidad de la sangre de carnero, utilizando de 2.0 a 3.0 ml de sangre e incubar por 48 horas. También se debe examinar el agar sangre preparado con sangre de carnero, por adecuada formación de hemólisis, especialmente utilizando Estreptococos hemolíticos.
3. CONTROL DE CALIDAD DE REACTIVOS:
Un elemento fundamental en el trabajo diario del laboratorio, lo constituyen los reactivos, tanto comerciales como de preparación doméstica, que son utilizados en la caracterización de microorganismos. Estos reactivos merecen una especial atención, toda vez que fallas en su funcionamiento pueden generar en identificaciones equivocadas.
Es recomendable que los reactivos comerciales sean examinados inmediatamente cuando se abre un nuevo lote o vial y llevar un registro de su funcionamiento.
REACTIVO MICROORGANISMO REACCION ESPERADA
Coagulasa Staphylococcus aureus Coágulo. Coagulasa positiva
Coagulasa Cepa ATCC Coágulo. Coagulasa positiva
Coagulasa Stafilococcus epidermidis Inerte. Coagulasa negativa
Oxidasa Pseudomona aeruginosa Negro. Oxidasa positiva
Oxidasa E. coli Inerte. Oxidasa negativa
Catalasa Staphylococcus sp Burbujas. Catalasa positiva
Catalasa Streptococcus sp Inerte . Catalasa negativa
Betalactamasa S. aureus ATCC 29213 Rojo. Positiva
Betalactamasa H. influenzae ATCC 10211 Inerte. Negativa
Optoquina S. pneumoniae Halo de >/= 12 mm
ONPG E. coli Amarillo. Positivo
ONPG Proteus sp Incoloro. Negativo
Ehrlich E. coli Anillo rojo. Indol positivo
Ehrlich K .pneumoniae Incoloro. Indol negativo
Cloruro férrico Proteus sp Verde. Fenilalanina positivo
Cloruro férrico E. coli Incoloro. Fenilalanina negativo
Sobres de Anaerobiosis Bacteroides sp Crecimiento en Anaerobiosis
Suero para tubos germinales Candida albicans Tubos germinales positivo
4. CONTROL DE CALIDAD DE LOS TINTES :
La clasificación correcta de las bacterias, de acuerdo a las reacciones con las substancias químicas, dependen de la pureza, reactividad y estabilidad de los reactivos. La concentración de las soluciones por efecto de la evaporación de los solventes o las variaciones introducidas en los métodos recomendados, puede afectar los resultados de modo adverso. Este es el caso de las tinciones para diferenciar bacterias por su reacción al Gram y la morfología bacteriana, tintes para cápsulas, esporas, etc.
El control de calidad de éstos tintes debe realizarse primero con cada nuevo lote preparado; luego basta con un control cada semana para mantener un grado de seguridad apropiado en su uso.
En el caso de la tinción de Gram, sin lugar a dudas una de las herramientas más importantes del microbiólogo, se recomienda tener especial cuidado con la mezcla de alcohol-acetona para decolorar la placa. Es posiblemente éste reactivo el que produce mayores problemas ya sea por decoloración excesiva o por débil decoloración de los microorganismos. Es también la etapa de la Tinción de Gram en la que el tiempo de exposición es más determinante.
Para facilitar el control de los tintes, se recomienda preparar placas con microorganismos aislados en el trabajo rutinario, utilizando cepas frescas, tomando en cuenta aquellos que pudieran ser más útiles según la tinción a evaluar.
Algunos ejemplos son:
TINCION MICROORGANISMO REACCION ESPERADA
Gram Estafilococo sp Morado. Gram-Positivo.
Gram E. coli Rosado. Gram-Negativo.
Gram Mezcla de ambos Mezcla de ambas colores.
Zielh-Neelsen Mycobacterium sp Rosadas. BAAR positivo
Zielh-Neelsen E. coli Azul. BAAR negativas.
Kellung S. pneumoniae Detección de cápsula positiva
Kellung E. coli Detección de cápsula negativa
ALGUNAS CAUSAS DE ERROR DURANTE LA TINCION:
Verde malaquita Clostridium sp Espora de color verde.
Resto de la célula rosada.
Verde malaquita E. coli Célula completa rosada.
1. El Violeta Cristal tiende a hacer precipitación, lo cual puede ser causa de observación de estructuras en el frotis. Si se observa precipitación, proceda a filtrar el tinte.
2. La evaporación puede ser causa de mal funcionamiento de los tintes.
3. Las placas que no han sido previamente limpiadas o con restos de grasa, pueden ser causa de mala fijación de la muestra / tinción.
4. Sobrecalentamiento de la placa durante la fijación. El exceso de calor provoca un daño físico en la pared celular de las bacterias que puede afectar la retención de los colorantes.
5. Lavado muy fuerte de la placa durante la tinción.
6. Proporción no adecuada de los componentes de la tinción.
7. Algunos tintes como Safranina y Fucsina básica pueden contaminarse. Si se sospecha esto, cultive 1 ml en Tioglicolato, o descarte el tinte.
8. La tinción de Zielh-Neelsen tiene sus limitaciones en cuanto a no ser específica para micobacterias y su baja sensibilidad, ya que el nivel de detección es de 5,000 a 10,000 bacilos por mililitro de esputo. Esto debe ser tenido en cuenta al evaluar una placa.
9. Una Cepa Control positiva, debe ser teñida cada vez que un nuevo lote de tintes para Zielh-Neelsen es preparado y cuando se reciba un nuevo pedido de tintes y reactivos. Se puede utilizar la cepa de Mycobacterium tuberculosis ATCC 25177 como control positivo.
5. CONTROL DE CALIDAD DE ANTISUEROS :
El mundo de la microbiología ha sido inundado cada vez más por productos comerciales hechos con el objetivo de detectar agentes etiológicos de enfermedades en el menor tiempo posible, con el mayor grado de especificidad , sensibilidad y algunos de ellos con la intención de eliminar el cultivo bacteriano como única forma diagnóstica. Estos sistemas actúan algunos con solo la muestra del paciente y otros requieren de la cepa aislada o detectan sus metabolitos. Estos sistemas se han convertido en un arma imprescindible para el microbiólogo y en muchos casos dan confianza en la seguridad del diagnóstico y en otras se utilizan en la detección de microorganismos difíciles de cultivar.
Estos productos para la detección directa del espécimen o la cepa bacteriana, son considerados exámenes bacterianos y no test serológicos. En forma general estos kit deben ser probados cada vez que se recibe un nuevo lote y cada vez que se utilicen, se le deben correr sus controles positivo y negativo que vienen con cada kit.
CONSIDERACIONES GENERALES EN EL USO DE ANTISUEROS:
1) Los sistemas son para uso exclusivo de diagnóstico in vitro.
2) Conservar todos los reactivos en refrigeración.
3) Colocar la fecha en que se abre el kit.
4) No congelar los reactivos.
5) No utilizar los reactivos si se sospecha deterioro de los mismos, tales como si se observa cambio de color, autoaglutinación en el envase, no producen la reacción esperada con los controles respectivos, reactivos contaminados o con signos de evaporación.
6) El personal de laboratorio calificado, debe utilizar las técnicas asépticas y las precauciones habituales para protegerse de los agentes infecciosos.
7) Nunca pipetear con la boca las muestras y/o los reactivos.
8) No utilizar reactivos de lotes diferentes.
9) No utilizar los reactivos después de la fecha de caducidad.
10) Después de sacar los reactivos de la refrigeradora, dejarlos a temperatura ambiente antes de utilizar.
11) Todos los productos inoculados deben ser considerados como potencialmente infecciosos.
12) No volver a utilizar las tarjetas desechables, después de haber sido utilizadas.
13) Algunas pruebas deben estar precedidas por su apropiado cultivo, aislamiento y pruebas bioquímicas preliminares, antes de realizar métodos serológicos y una identificación final.
14) Al terminar la prueba, todo el material sucio y productos inoculados deben ser sometidos a esterilización por autoclave, incinerados o sumergidos en un desinfectante germicida adecuado, antes de su eliminación.
15) La interpretación de los resultados debe ser hecha por personal calificado, que tomará en cuenta el contexto clínico, el origen de la muestra, los aspectos macro y microscópico y su experiencia.
Aglutinación por Antígenos de Estreptococos:
Un test positivo está indicado por la aparición de una aglutinación nítida de látex en 2 minutos en un círculo, lo cual permite la identificación de grupo.
No tomar en cuenta las aglutinaciones débiles que pudieran aparecer en otros círculos.
Una aglutinación intensa en varias suspensiones de látex, representa una mezcla de grupos o una cepa autoaglutinable. Volver a hacer el aislamiento de la colonia y el test de látex.
Una vez a la semana verificar la reactividad de las suspensiones bacterianas. Para ello seguir la técnica y reemplazar la cepa a analizar, por el control positivo. Debe aparecer una aglutinación en cada suspensión látex.
También la especificidad del test se puede analizar utilizando cepas control como el Streptococcus pyogenes ATCC 19615 ó seguir la técnica sin emulsionar colonias en la enzima de extracción, o mezclar los reactivos de látex con una gota de NaCl 0.15 mol/l. No debe aparecer aglutinación en las suspensiones de látex.
Pueden aparecer resultados falsamente negativos si se estudia una cantidad insuficiente de colonias
Cuando se utiliza el método de detección directa de antígenos en el tracto respiratorio superior, hay que tener en cuenta la baja sensibilidad del test, por lo que todo resultado negativo debe ser seguido por su correspondiente cultivo para verificar.
17) Detección de antígenos asociados a meningitis bacteriana:
El antígeno de N.meningitidis grupo B es más difícil de detectar, ya que está relacionado estructural e inmunologicamente con el antígeno de E.coli K1. Por ello una reacción positiva con éste antisuero en LCR de recién nacido o prematuro, indica en la mayoría de los casos la presencia de E.coli K1. En un sujeto de más edad, si puede indicar la presencia de N. meningitidis grupo B.
La sensibilidad de éste látex de aglutinación tiene un rango entre 65% para S. pneumoniae y 95% para H. influenzae.
Como otras pruebas de látex, un valor positivo depende del nivel de antígenos detectable. Este es un test de descarte, que no reemplaza al cultivo.
Cada laboratorio debe evaluar la sensibilidad, especificidad y valor predecible para su población de pacientes.
18) Aglutinación por Salmonella sp:
Sea estricto en el tiempo de la reacción.
Miembros del grupo Salmonella están antigenicamente relacionados a
Citrobacter y Arizona. Antígenos de éstos microorganismos tienen similar fórmula antigénica, por lo que puede haber reacciones cruzadas.
Por esto es importante que la prueba de aglutinación por Salmonella solo se realice a aquellas cepas que muestran patrón bioquímico del género Salmonella.
6. CONTROL DE CALIDAD DE LA PRUEBA DE SENSIBILIDAD
A LOS ANTIBIÓTICOS MEDIANTE DISCO:
Hemos querido resaltar los aspectos de control de calidad de la prueba de sensibilidad a los antibióticos por difusión simple en agar, utilizando discos de sensibilidad, ya que es la prueba de mayor utilidad en nuestro medio.
Es importante tener presente que ésta prueba a sido designada exclusivamente para examinar microorganismos de rápido crecimiento, utilizando la normativa del Clinical and Laboratory Standards Institute ( Antes NCCLS ) CLSI M100-S16 – 2006, vol.26, No. 3.
El método de difusión simple en agar es sin lugar a dudas el sistema de mayor uso para la realización de la sensibilidad bacteriana. Hay que tener en cuenta el gran valor de ésta prueba en la detección temprana de multiresistencia, escogencia y valoración de un antibiótico frente a un microorganismos patógeno, protección de infección, estudios epidemiológicos, etc.
La prueba de sensibilidad a los antibióticos consta de varios elementos que deben ser tenidos en cuenta: El medio de cultivo, inoculo, incubación, lectura e interpretación y el reporte.
La NCCLS establece que "El control de calidad de las pruebas de susceptibilidad con cepas ATCC no garantiza la precisión de los resultados en cepas aisladas de pacientes: es importante revisar los resultados obtenidos frente a cada antimicrobiano antes de informar". Por tanto hay que revisar:
1. Los resultados corresponden a lo esperado para la bacteria en estudio.
2. Los resultados de las drogas pertenecientes a un grupo siguen el Comportamiento establecido (Ej: Cefalosporina de 3ª > Cefalosporina de 1ª frente a Enterobacterias).
3. La bacteria es sensible a los antibióticos frente a los cuales no se ha documentado resistencia.
a) Control de calidad del medio de cultivo:
1. Utilizar agar de Mueller-Hinton.
2. La calidad del agua es determinante, ya que la misma debe estar libre de iones metálicos. Las variaciones de cationes divalentes, principalmente
calcio y magnesio, afectará los resultados con aminoglicósidos, tetraciclina y colistina, cuando se prueban ante cepas de Ps. Aeruginosa. Un contenido excesivo en catión, reducirá la zona de inhibición, mientras que un escaso contenido en catión, puede dar un inaceptable aumento en el tamaño de la zona.
3. Servir en platos Petri grandes de 150 x 15 mm preferiblemente o 100 x 15 mm, con una profundidad de 4 a 5 mm
4. Aproximadamente se utilizan 25 cc para platos de 100 mm y 60 cc para platos de 150 mm.
5. Volúmenes mayores de medio provocan disminución en el tamaño del halo de inhibición, y volúmenes menores halos más pequeños.
6. Se deben seguir las normas generales establecidas para almacenamiento del medio de cultivo.
7. Los platos Petri deben ser colocados en la incubadora para secarlos de restos de agua producto de la condensación, antes de ser utilizados para no diluir el inoculo bacteriano.
b) Control de calidad de los discos de sensibilidad:
Las metas de un programa de control de calidad van destinadas a monitorear:
La precisión y exactitud del procedimiento de la prueba de susceptibilidad, el comportamiento de los reactivos utilizados en la prueba y la actuación de las personas que llevan a cabo las pruebas y sus resultados.
1. Los discos deben ser almacenados a un temperatura entre –20 y +8°C.
Algunos discos, especialmente los de antibióticos ß-lactámicos deben guardarse congelados a -20°C. Solo los viales en uso deben mantenerse a temperatura de refrigeración.
2. Al sacarlos de la refrigeradora para su uso, espere a que los viales alcancen la temperatura ambiente por 1 a 2 horas.
3. Siempre utilice primero los viales con fecha de caducidad más próxima.
4. Siempre que un cartucho ha sido extraído del paquete, éste debe guardarse en un desecador que cierre perfectamente.
5. Cuando se utilice el aparato dispensador que contiene los discos deberá mantenerse siempre refrigerado.
6. Los discos son colocados en el medio a una distancia de más de 24 mm del centro de uno al centro del otro. En todo caso no colocar más de 12 discos en una placa de 150 mm, ni más de 5 discos sobre la placa de 100 mm.
7. Procurar no colocar discos de antibióticos bactericidas ( Ej. Penicilina,
Cefalosporinas, Aminoglicósidos, Vancomicina) al lado de antibióticos bacteriostáticos (Ej. Cloranfenicol, Tetraciclina, Sulfonamidas) para evitar el antagonismo antibiótico.
8. Colocar las placas en la incubadora dentro de los 15 primeros minutos después de su aplicación.
9. Para verificar el estado de los discos de sensibilidad, utilice cepas control ATCC, las cuales son seleccionadas por su estabilidad genética y por su utilidad en el método utilizado. Estas cepas se corren como una muestra más y se correlaciona el tamaño de los halos de inhibición con las medidas expresadas en los Manuales NCCLS M2-A6.
Entre las cepas ATCC (American Type Culture Collection) recomendadas están:
Streptococcus pneumoniae ATCC 49619
Haemophilus influenzae ATCC 49247 y 49766
Neisseria gonorrhoeae ATCC 49226
Escherichia coli ATCC 25922 y 35218
( La E coli 35218 como organismo de control para combinaciones con inhibidor de betalactamasa, como aquellos que contienen ácido clavulánico, sulbactam o tazobactam ).
Staphylococcus aureus ATCC 25923 y 29213
Pseudomona aeruginosa ATCC 27853
Enterococcus faecalis ATCC 29212
(Para ser utilizado con discos de alto contenido de Aminoglicósidos).
c) Factores que influyen en la prueba de sensibilidad antibiótica por el método de difusión en agar
Los resultados de una prueba de sensibilidad a los antibióticos por el método de la difusión del disco pueden ser influenciados por una gran cantidad de variables. Algunos de los factores, tales como la densidad del inóculo y la temperatura de la incubación son fáciles de controlar, pero el laboratorio debe estar al tanto de otras variables que pueden afectar el resultado. Todo lo anterior justifica un estricto control de calidad, el cual debe ser parte del procedimiento rutinario del laboratorio.
d) EL ESTANDAR McFARLAND:
La densidad de la turbidez del Estándar McFarland deberá ser verificada utilizando un espectrofotómetro con dirección de luz de 1 cm y cubetas adecuadas para determinar absorbancia. Para realizar el control de un estándar McFarland de 0.5 , la absorbancia deberá leer entre 0.08 a 0.10
a una longitud de onda de 625 nm.
La suspensión de Sulfato de Bario deberá transferirse en alícuotas de 4 a 6 ml dentro de tubos con rosca. Estos tubos deberán guardarse a temperatura ambiente en un lugar fresco y oscuro.
Antes de ser usados, los patrones deberán agitarse para una adecuada homogenización.
Mensualmente los patrones son descartados y vueltos a preparar, o en su defecto se debe comprobar su densidad.
e) Control de calidad de la lectura e interpretación:
1. Cuando se va a determinar la sensibilidad del S. Pneumoniae a la Penicilina, utilizar un disco de Oxacilina de 1 &µg.
Las cepas de S. Pneumoniae con zonas de Oxacilina de >/- a 20 mm son susceptibles a penicilina ( CIM </- 0.06 &µg/ml ).
2. Las pruebas para detectar Estafilococos Meticilina Resistentes ( MRSA), deben incubarse a 35° C por 24 horas exactas.
3. Todo caso de Estafilococo resistente a la Vancomicina, debe ser confirmado, enviado a un laboratorio de referencia e informar a las
Autoridades de Salud Pública.
4. Cuando se trata de Sulfonamidas, los microorganismos deben desarrollarse por varias generaciones antes de que ocurra inhibición, por lo que se hace caso omiso del crecimiento leve, al igual que de un vestigio de proliferación dentro del halo de inhibición.
5. La prueba de la betalactamasa predice la resistencia a la Penicilina, Ampicilina y Amoxicilina.
6. Las cefalosporinas pueden aparecer activas in vitro contra Listeria sp, pero no son efectivas clínicamente y no deben ser informadas como susceptibles.
7. Los Enterococos sp las cefalosporinas, los aminoglicósido ( Excepto por resistencia de nivel alto ), Trimethoprim/sulfametoxazole y la Clindamycina, pueden aparecer activos in vitro pero no son efectivos clínicamente y éstas cepas no deben informarse como susceptibles.
8. La susceptibilidad y resistencia a Azitromicina, Claritromicina y Diritromicina puede ser interferida por la prueba de Eritromicina.
9. Para control de calidad de cepas de Estafilococos aureus VISA/VRSA utilizar las siguientes cepas control :
E. faecalis ATCC 29212 Control sensible
E. faecalis ATCC 51299 Control resistente
Causas habituales de error en la prueba con disco:
Error administrativo en la transcripción de los datos del control de calidad.
Lectura errónea al medir el diámetro de la zona.
Contaminación u otros cambios en la cepa control.
Suspensión del inóculo demasiado fuerte o demasiado débil.
Mala agitación del estándar McFarland o estándar dañado.
Incorrecta temperatura, tiempo o atmósfera de incubación.
Perdida de la potencia del disco durante su transporte, su manejo o su almacenaje en el laboratorio.
f) INTERPRETACIÓN DEL ANTIBIOGRAMA EN BASE A LAS RECOMENDACIONES DEL CLSI M100-S15 –S16, DEL 2005 y 2006 :
Cepas de Salmonella sensibles a las Fluoroquinolonas ( Ciprofloxacina, Levofloxacina y Norfloxacina, etc ) que son resistentes al Acido Nalidíxico, pueden estar asociados a fallas clínicas o demora en la respuesta en pacientes con salmonellosis extraintestinal
Los aislamientos de Salmonella sp extraintestinal deben ser examinados y reportados por Acido Nalidíxico, Cloranfenicol y cefalosporinas de 3ª generación
Los aislamientos de Salmonella aislados de sitios estériles con MIC a la Ciprofloxacina de = a 0.125 &µg/ml ó resistentes al Acido Nalidíxico, deben ser considerados con reducida sensibilidad a la Fluoroquinolona, y el médico debe ser notificado de fallas clínicas o demora en la respuesta en el tratamiento de la infección.
Los aislamientos de Salmonella sp y Shigella sp en heces, deben ser examinados solo por Ampicilina, quinolonas y Trimetho-Sulfa y reportados rutinariamente.
Realizar la prueba de D-Test a los Staphylococcus que son resistentes a la Eritromicina y Sensibles a la Clindamicina. Para ello Se utiliza un disco de Eritromicina de 15 &µg y otro de Clindamicina de 2 &µg. El achatamiento del halo de inhibición de la vancomicina frente al disco de eritromicina, da positiva la prueba. El test es aceptable para todos los Estafilococos , incluyendo los Oxacilina sensibles o resistentes.
La sensibilidad a la Ampicilina por el Enterococcus faecalis, puede ser usada para predecir la sensibilidad al Imipenem.
En caso de ser requerido por el clínico, el E. faecalis Ampicilina sensible es Imipenem sensible.
La resistencia mediada por mecA puede ser heterogenea en su expresión y dar valores en la categoría de sensible, siendo resistente. Por lo anterior, cuando se utiliza el método de difusión simple en agar, es posible utilizar el disco de Cefoxitina de 30 &µg y sus puntos de corte, para predecir la resistencia a la Oxacilina mediada por mecA. En el resultado reportar como Oxacilina, no como Cefoxitina. Cuando se utiliza determinación de CIM , continuar utilizando oxacilina y sus puntos de corte.
Puntos de corte para la detección de mecA en Estafilococos :
S. aureus R = = 19 mm S = = 20 mm
S. Lugdunensis R = = 19 mm S = = 20 mm
Estafilococos coagulasa negativa R = =24 mm S = = 25 mm
Nota : Reportar como Oxacilina sensible o resistente.
Para el caso de los Estafilococos coagulasa negativa, los puntos de corte para oxacilina (R, I, S) se correlacionan bien con la presencia o ausencia del gen mecA sólo en S. epidermidis. En otras especies de SCoN (ej: S. lugdunensis, S. saprophyticus) los puntos de corte actuales pueden inducir a error haciendo que cepas S (sin mecA) aparezcan como R.
No informar los siguientes antibióticos en cepas aisladas de LCR porque pueden ser clínicamente inefectivas : antimicrobianos exclusivos de vía oral, cefalosporinas de 1ª y 2ª generación, clindamicina, macrólidos, tetraciclinas y fluoroquinolonas.
El antibiograma del Haemophilus sp solo está estandarizado con el medio de HTM.
En Haemophilus, las cepas resistentes a Ampicilina no productoras de betalactamasa ( raras ), deben ser consideradas resistentes a Amoxicilina/Acido clavulánico, Ampicilina/Sulbactam y Piperacilina/Tazobactam.
Enviar toda cepa de S. aureus con CIM a la Vancomicina = 4 (g/ml al laboratorio de referencia.
Hacer CIM a S. aureus con halo de Vancomicina de =14 mm y enviar al laboratorio de referencia.
En sensibilidad de S. aureus frente a la Vancomicina utilizar estos puntos de corte :
VSSA = = 4 (g/ml. VISA = 8-16 (g/ml VRSA = =32 (g/ml
15. Puntos de corte para B. Cepacia a la Ceftazidina ( CIM ) :
R = =4 (g/ml I = 15-17 (g/ml S = =18 (g/ml
16. Puntos de corte para S. maltophilia y B. cepacia a Minociclina
(CIM ): R = = 14 (g/ml I = 15-18 (g/ml S = = 19 (g/ml
17. Punto de corte para el S. aureus frente a la Vancomicina (CIM )
CLSI S = = 2(g/ml I = 4 – 8 (g/ml R = = 16 (g/ml
FDA S = = 4(g/ml I = 8 – 16 (g/ml R = = 32 (g/ml
No hay cambios para método de difusión.
No hay cambios para
Estafilococos coagulasa negativa.
18. Rango de temperatura de incubación para todas las bacterias, excepto Estafilococos y N. gonorrhoeae : 35º C +/- 2º C.
Temperaturas arriba de 35º C podrían no detectar Estafilococos meticilina resistentes.
19. Al reportar Salmonellas y Shigellas, no reportar aminoglicósidos, cefalosporinas de 1ª y 2ª generación y Cefamicina, ya que pueden aparecer efectivos in vitro , pero no en la clínica, por lo que no deben ser reportados como sensibles.
20. Las cepas de Proteus mirabilis con las siguientes lecturas de sensibilidad, han de ser consideradas ESBL positivas :
Droga Halo (mm) CIM ((g/ml )
Ceftazidina = 22 > 1
Cefotaxime = 27 > 1
21. Puntos de corte para Polimixina B y Colistin frente a
Acinetobacter sp : S = = 2 (g/ml R= = 4 (g/ml.
22. Drogas para test de difusión en agar de N. meningitidis :
Penicilina, Ampicilina, Cefotaxime, Ceftriaxone, Meropenem,
Cloranfenicol.
23. Cepas ATCC recomendadas para control de calidad de
S. Maltophilia :
E. coli ATCC 25922
Ps. Aeruginosa ATCC 27853
E. coli ATCC 35218 ( Betalactamasa ).
24. CIM para S. maltophilia en sangre :
Droga CIM ( (g/ml )
Ceftazidina 32 ( R )
Levofloxacina 2 ( S )
Minocyclina 1 ( S )
Ticarcilina/A. Clavul. 16 ( S)
Trimeth-Sulfa. 0.5/9.5 ( S )
25. Cualquier reporte de aislamiento de cepas VISA / VRSA , se recomienda informar al CDC a la dirección : search[arroba]cdc.gov
Verificación de antibiogramas atípicos:
a) Examine primero por errores de trascripción.
b) Reexamine el plato de sensibilidad.
c) Evalué reportes previos del paciente para observar su patrón de sensibilidad anterior.
d) Repita los test de identificación y sensibilidad a los antibióticos.
Condiciones sugeridas que requieren verificación del resultado de
Sensibilidad a los antibióticos:
S. aureus resistente a Oxacilina.
S. pneumoniae resistente a Penicilina.
Cefalosporinas de amplio espectro ( Cefotaxime, Ceftriaxone ) resistente a S. pneumoniae.
Streptococcus viridans penicilina resistente o intermedio, aislados de áreas estériles del cuerpo.
Estafilococos o Enterococos resitentes a la Penicilina o intermedio.
Enterococos con altos niveles de resistencia a la Gentamicina aislados de áreas estériles del cuerpo.
Klebsiella sp o E. coli con potencial espectro de betalactamasa.
( Ej. Resistente a Ceftazidime ).
Bacilos Gramnegativos no fastidiosos resistentes a Gentamicina-
Tobramicina-Amikacina.
S. maltophilia resistente a Trimethoprim-Sulfametoxazole.
H. influenzae Ampicilina resistente y betalactamasa negativa.
Un aislamiento para el cual el antibiograma es atípico para la especie.
Ampicilina y/o Cefalotina susceptible para Enterobacter sp,
Citrobacter freundii, Serratia marcescen y Ps. Aeruginosa.
Klebsiella sp sensible a Ampicilina.
Bacilos Gramnegativos Imipenem resistentes o intermedio, excepto S. maltophilia.
Bacilos Gramnegativos Ciprofloxacina resistente, excepto
S. maltophilia o B. cepacia.
g) CONTROL DE CALIDAD DEL ETEST:
Tiras de antibióticos a utilizar: Penicilina, Ceftriaxone, Vancomicina.
Cepa a utilizar: Staphylococcus aureus ATCC 29213
Frecuencia: Una vez a la semana o cuando se detecten problemas.
Procedimiento: Subcultive la cepa ATCC un día antes del test de control de calidad.
Siga los procedimientos normales para la prueba de sensibilidad por difusión en agar.
Valores esperados (MIC ):
Penicillin: 0.25-1.0 &µg /mL
Cefatazidime: 4.0-16.0 &µg/ml
Ceftriaxone: 1.0-8.0 / &µg/m l
h) DETECCIÓN DE CEPAS PRODUCTORAS DE BETALACTAMASA DE ESPECTRO EXTENDIDO (ESBL):
Utilice las siguientes cepas control
E. coli ATCC 25922 como control ESBL negativo
K. pneumoniae ATCC 700603 como control ESBL positivo
Control de calidad de la sensibilidad a los antibióticos en los sistemas computarizados:
Los Laboratorios de Microbiología modernos tienen a su alcance una creciente gama de sistemas computarizados para la identificación de los microorganismos y su susceptibilidad a los antibióticos. Algunos de estos sistemas traen consigo programas de computadora para ayudar a evaluar el control de calidad de los mismos. En algunos casos, la computadora hace un control periódico de su funcionamiento mediante comandos u ordenes preestablecidas.
Debido a que en nuestro medio existe solamente el Sistema Vitek de identificación microbiana, solo haremos algunas observaciones relativas a éste sistema.
El Sistema Vitek utiliza una determinación turbidimétrica de la rapidez de crecimiento del microorganismo, en presencia de agentes antimicrobianos para obtener un análisis de regresión lineal y posteriormente determinar un algoritmo derivado de la concentración inhibitoria mínima (CIM).
Actualmente el laboratorio cuenta con un grupo limitado de tarjetas Vitek para la sensibilidad a los antibióticos, tal como sigue:
Tarjetas de sensibilidad para Gramnegativos:
1. GNS-108
2. GNS-203
3. GNS-210
4. GNS-651
Tarjetas de sensibilidad para Grampositivos:
1. GPS-105
Al hacer el control de calidad de las tarjetas de sensibilidad a los antibióticos, se recomienda utilizar cepas ATCC con CIM conocidas. Estas pruebas se pueden realizar una vez al mes durante 10 días seguidos, en los cuales se aceptan no más de 2 valores de CIM para cada combinación de Antibiótico/Organismo fuera del rango establecido.
Si se diera el caso de deben correr controles de calidad con cepas ATCC durante 30 días consecutivos, en los cuales no se aceptan más de 3 valores fuera de rango. Si los hay, llamar al Departamento de Servicio de Vitek para el chequeo correspondiente.
Para realizar los controles se recomiendan las siguientes cepas ATCC para las tarjetas respectivas:
Las tarjetas de sensibilidad a los antibióticos del Sistema Vitek, han sido comparado con los estándares de la NCCLS, mediante las técnicas de microdilución para obtener la CIM; sin embargo, bioMérieux Vitek recomienda la utilización de métodos alternos para confirmar la susceptibilidad a ciertos microorganismos contra drogas específicas.
TARJETA ANTIBIOTICO MICROORGANISMO
GNS-108 Ampicilina A. junii, A. lwoffii, Aeromona sp,
Citrobacter sp
GNS-108 Ceftazidina Acinetobacter junni. A. lwoffi
GNS-108 Cefazoline Aeromonas. sp
GNS-108 Cefoxitin A.junii, A. lwoffii, Aeromona sp.
GNS-108 Imipenem Aeromona sp
GNS-108 Piperacilina A. jejunii, A. lwoffii. Aeromona sp.
GNS-108 Ticarcilina/A. Clavulánico Ps. Aeruginosa, Aeromonas sp
GNS-108 Trimeth/Sulfa A.junii. A. lwoffii, Aeromona sp
TARJETA ANTIBIOTICO MICROORGANISMO
GNS-203 Ampicilina A. jejunii, A. lwoffii, Aeromonas sp,
Citrobacter sp.
GNS-203 Acido nalidixico Pseudomona sp
GNS-203 Carbenicilina Acinetobacter junni, A. lwoffi
GNS-203 Cefalotina Aeromona sp
GNS-203 Cefazolina Aeromonas sp,
GNS-203 Cefuroxima A.jejunii. A. lwoffi. Aeromona sp
GNS-203 Norfloxacina Acinetobacter sp
GNS-203 Ticarcilina/Acido clavulánico Aeromona sp, Ps. aeruginosa
GNS-203 Trimetho/Sulfametoxazole A. jejunii, A. lwoffii, Aeromona sp
GNS-651 Ampicilina A. jejunii, A. lwoffii,
Aeromona sp, Citrobacter sp
GNS-651 Ampicilina/Sulbactam Enterobacter sp, Aeromonas sp,
C.braakii, C.freundii, C. youngae
GNS-651 Cefepime Ps. Aeruginosa, Burkholderia cepacia
GNS-651 Cefalotina Aeromona sp
GNS-651 Ceftazidina Acinetobacter junii. A. lwoffi
GNS-651 Cotrimoxazole Acinetobacter junii. A. Lwoffi.
Aeromonas sp
GNS-651 Imipenem Aeromona sp
GNS-651 Meropenem Burkholderia cepacia
GNS-651 Piperacilina A. Junii. A. Lwoffi. Aeromonas sp
GNS-651 Piperacilina/Tazobactam Burkholderia cepacia, Enterobacter sp,
Pantoea ( Enterobacter) agglomerans
GPS-105 Eritromicina Enterococcus sp, Estreptococos grupo D
GPS-105 Tetraciclina Estafilococos coagulasa negativa,
Enterococcus sp, Estreptococos grupo B,
Estreptococos grupo D.
GPS-105 Gentamicina Enterococcus sp. Estreptococos B y D
j) CONSIDERACIONES GENERALES:
a) Se debe tener especial cuidado en la preparación del inóculo. Fallas en su preparación, tienen efecto sobre el funcionamiento de todo el instrumento.
b) Siempre tener presente que el sistema no puede examinar todos los grupo relevantes de bacterias.
c) El uso de colonias absolutamente aisladas es clave en el aprovechamiento los sistemas computarizados. Algunos de los organismos sugeridos por el
fabricante para control de calidad, podrían no detectar deterioro en el instrumento o la calidad de los reactivos.
d) Es relevante utilizar métodos alternos de sensibilidad a los antibióticos en aquellos casos en que la literatura que acompaña las tarjetas indique que el sistema falla en detectar resistencia.
e) Se han reportado casos de falsa sensibilidad o resistencia, particularmente debido al lector del instrumento o a un corto periodo de incubación durante la prueba de sensibilidad. Un periodo de 3.5 a 6 horas podría no ser adecuado para expresar todos los mecanismos de resistencia de las bacterias.
Tal es el caso de algunos bacilos Gramnegativos que inducen resistencia mediada por ß-lactamasa a algunos antimicrobianos enzimáticamente lábiles a la ß-lactamasa, como ocurre con el Citrobacter freundii, Enterobacter sp, Serratia sp, Morganella morganii, Providencia sp y Ps. aeruginosa.
f) Se ha observado una falsa resistencia a Aztreonam, especialmente por Proteus y Morganella sp por problemas de detección fotométrica del crecimiento.
g) Se han reportado falsa resistencia a Imipenem para varias especies en periodos largos y cortos de incubación. Esto no es común y se debe a la degradación del antibiótico o la concentración de Zinc en el medio.
h) Una baja o moderado nivel de resistencia a la Vancomicina frente a Enterococcus sp se ha detectado, especialmente del tipo VanB, ya que podría no ser detectado en periodos cortos de incubación.
i) Se han observado o problemas en la detección de resistencia a altos niveles de Gentamicina o Estreptomicina frente a Enterococcus sp en incubaciones largas y cortas.
j) Tener presente colocar las marcas externas en la tarjeta, antes de meterla a la incubadora/lector.
k) No deje pasar más de 15 minutos después de prepara el inóculo, para llenar las tarjetas y colocarla en la incubadora.
l) Chequear la solución salina por esterilidad. Para ello inocule en caldo de cultivo e incube a 35°C por 24 horas.
m) Con cada lote de preparación de inóculo, estandarizar primero el calorímetro.
n) Haga que el Departamento de Servicio técnico de Vitek revise periódicamente el lector del aparato para calibrarlo.
o) Lleve un récord de cualquier discrepancia en la identificación de cepas estándar de control. Igualmente el tipo de tarjeta, lote, fecha de expiración, etc.
k) CEPAS ATCC RECOMENDADAS PARA CONTROL DE CALIDAD DE TARJETAS DE IDENTIFICACIÓN POR METODOS SEMIAUTOMÁTICOS :
API® 20E QC Set
Enterobacter cloacae ATCC® 13047Escherichia coli ATCC® 25922Klebsiella pneumoniae ATCC® 35657Stenotrophomonas maltophilia ATCC® 51331Proteus mirabilis ATCC® 35659
API® An-IDENT QC Set Actinomyces odontolyticus ATCC® 17929 Bacteroides fragilis ATCC® 23745 Bacteroides ovatus ATCC® 8483 Clostridium histolyticum ATCC® 19401 Clostridium perfringens ATCC® 13124
API® 20C Clinical Yeast QC Set
Candida glabrata ATCC® 15126Candida guilliermondii ATCC® 6260Cryptococcus laurentii ATCC® 18803
API® NH QC Set
Branhamella catarrhalis ATCC® 23246Haemophilus influenzae ATCC® 10211Haemophilus paraphrophilus ATCC® 49917Neisseria gonorrhoeae ATCC® 31426
Sensibilidad al Kirby Bauer QC Set
Enterococcus faecalis ATCC® 29212Escherichia coli ATCC® 25922Pseudomonas aeruginosa ATCC® 27853Staphylococcus aureus ATCC® 25923
Control de calidad de equipos y materiales de trabajo
Objetivo: Todos los instrumentos utilizados en el laboratorio clínico, deben estar amparados por un programa de control de calidad y de mantenimiento preventivo, basados en las instrucciones del fabricante y los procedimientos establecidos.
Validación de Equipos: Los nuevos equipos de mayor impacto en el cuidado del paciente (Vitek, Bactec, BacT/Alert, MGIT, etc.) requieren estudios de validación para determinar que su funcionamiento es al menos comparables a los equipos existentes o a métodos de referencia. Estos equipos son aceptados solo si logran cumplir las metas mínimas de funcionabilidad y eficiencia al compararse con los existentes.
Este récord de validación debe mantenerse por toda la vida útil del equipo.
Calibración del Instrumento: Los equipos que requieren un exacto nivel de precisión para obtener un resultado seguro, requieren de una calibración periódica. La fecha de la calibración, frecuencia y resultado, deben ser mantenidos en un libro récord dentro del laboratorio.
Control de Calidad: Todo equipo debe ser evaluado por un programa de Control de Calidad en base a las instrucciones del proveedor y las regulaciones internas del laboratorio. Debe mantenerse un libro récord de todo lo realizado al respecto, con el nombre del instrumento, fecha, resultado y comentarios. En otro capítulo se afianzarán los conceptos sobre éste tema.
Referencias y Lectura Suplementaria: El Laboratorio guardará en un fólder toda literatura extra que se obtenga sobre un equipo, sus accesorios, materiales, estudios foráneos sobre su funcionamiento, etc.
a) Incubadoras:
a) Controle diariamente la temperatura de las incubadoras, antes de sacar los platos y anote en una hoja control el resultado. Es altamente recomendable que la hoja en que se captura la data de temperatura diaria, sea en formato semanal o mensual, ya que formatos con periodos largos desmejoran la atención que debe darse al control y desviaciones de la temperatura.
b) Observe el termorregulador por cualquiera alteración en su posición preestablecida.
c) Coloque las muestras, platos y tubos, en una posición segura.
d) Un papel de filtro humedecido con agua en el fondo de la incubadora, es adecuado para mantener la humedad requerida.
e) Las incubadoras de CO2 requieren medir el nivel de gas diariamente.
f) El jefe de sección debe ser notificado cuando una incubadora falla en mantener el rango de temperatura aceptable.
g) Observe macroscopicamente los platos Petri para observar desecación.
h) En incubadoras de CO2 , se puede colocar un cultivo de N. gonorrhoeae ATCC 43069 , subcultivandola cada día, para observar su óptimo crecimiento, ya que es un microorganismo que necesariamente requiere CO2 para crecer.
i) Todas las incubadoras deben ser limpiadas mensualmente y llevar un récord de mantenimiento preventivo.
b) Autoclaves:
Control de calidad del autoclave:
Para controlar la eficiencia del autoclave, recomendamos utilizar la cepa control Geobacillus (antes Bacillus ) stearothermophilus ATCC 7953.
También puede utilizarse otros controles comerciales, tales como las tiras reactivas, tapes para autoclave, cápsulas spot, etc.
De no contarse con ninguna de las anteriores, un método cualitativo consiste en colocar una cepa de Bacillus subtilis en un Tioglicolato. Incubar por 24 horas a 35ºC y posteriormente colocar el tubo durante la rutina de trabajo del autoclave. Luego de la esterilización, se transfiere con un hisopo a un agar sangre el cual se incuba a 35ºC por 24 horas. No debe haber crecimiento en el agar sangre, si la autoclave a trabajado adecuadamente.
c) Cámaras de bioseguridad:
a) Apague la lámpara Ultravioleta antes de comenzar a trabajar.
b) Prenda el blower 15 minutos antes de utilizar.
c) Observe que no se obstruye el flujo de aire.
d) Si hay derrame dentro de la cabina, limpie con un desinfectante apropiado, manteniendo apagada la cabina.
e) Evite el uso de mecheros de flama dentro de la cabina.
f) Lleve un control de la medida del flujo de aire.
g) Lleve un control de la calibración del flujo de aire.
h) Lleve un control del reemplazo de los filtros.
i) Compruebe los sistemas de alarma de funcionamiento.
j) La superficie interior de la mesa de trabajo de la cabina, puede ser cultivada semanalmente para detectar contaminación.
k) Desinfecte la cabina antes y después de utilizar.
l) No utilice las cabinas biológicas para hacer mezclas de sustancias químicas y viceversa.
m) Cuando trabaje en la cabina, evite la entrada brusca de aire y el uso innecesario de las puertas del área.
c1) Control de calidad de las cabinas de seguridad biológicas:
Es altamente recomendado controlar la calidad de la integridad operativa de las cabinas de seguridad (CSB). Para ello es recomendable que las mismas sean certificadas al menos una vez al año, por un certificador autorizado. Los test que a continuación se detallan, son aplicables a los 3 tipos de CSB:
Test de velocidad del aire. Incluir la rata de aire expelida.
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