CULTIVO DE MICROALGAS
Son llamadas microalgas a una gran cantidad de especies que constituyen el fitoplancton que abarca desde organismos autótrofos hasta microflagelados y microciliados auxótrofos.
Su posición taxonómica ha sido de gran polémica entre botánicos y zoólogos, como ejemplo podemos mencionar el grupo de los dinoflagelados, conocidos por unos como microalgas y por otros como protozoarios.
Estas especies aportan un alto contenido nutricional para peces, crustáceos y moluscos, además de ofrecer facilidades de manejo en sistemas de cultivo tanto en laboratorio como en producción a gran escala con fines comerciales.
CONSIDERACIONES GENERALES DE LOS CULTIVOS DE MICROALGAS
Muchos factores contribuyen para el desarrollo óptimo de los cultivos de microalgas, algunos de éstos afectan las características del crecimiento.
Los recipientes de cultivo más comúnmente usados son de materiales no tóxicos como las cajas de Petri, matraces Erlenmeyer, matraces Ferenback, carboys o garrafas, etc., adecuados para cultivos de laboratorio. Para cultivos a gran escala los recipientes de plástico, madera y concreto son los más recomendables, incluyendo los estanques rústicos en áreas rurales son los sistemas más económicos.
En cultivos masivos la aereación es un factor muy importante para la homogenización de los nutrientes y para evitar la sedimentación de las microalgas. Las diatomeas suelen acumularse en lugares donde el agua no se mezcla, esto también depende de la forma del recipiente de cultivo que cuando no es adecuado retarda el crecimiento.
Otro factor importante es la penetración de la luz en el cultivo; en los cultivos masivos la profundidad es tan grande que la intensidad de la luz incidente no es suficiente para la fotosíntesis, hasta el fondo del tanque. En los cultivos masivos a la intemperie la penetración de la luz es más efectiva, pero se debe reducir la intensidad de la luz fuerte, cubriendo estos estanques con una malla. En cultivos a gran escala es recomendable la inyección de CO2 (0.5%) para contribuir al proceso fotosintético.
Para muchas especies de Diatomeas la temperatura óptima oscila entre los 15 y 20°C, pocas especies de esta familia crecen a más de 28°C, las clorofíceas pueden soportar altas temperaturas; un ejemplo es el cultivo masivo a la intemperie de Chlorella saccharophila, cuyas temperaturas oscilan entre 12.5 – 30°C.
El crecimiento y la división celular son afectados por la intensidad de la luz y el fotoperíodo (horas de iluminación y obscuridad) en relación también a la temperatura, por ejemplo en Diatomees a 20°C y 1,000 lux se obtiene un crecimiento favorable.
Estas especies se han utilizado en acuicultura marina dados su valor nutritivo y digestibilidad, además de su capacidad para crecer en cultivos masivos. La duración del ciclo celular como los requerimientos de temperatura son susceptibles de variación mediante selección de variedades.
En esta tabla se exponen los requerimientos principales de los cultivos de microalgas y sus valores aproximados. En cada caso habrá que estudiar los requerimientos particulares de la especie y de la variedad que se vaya a cultivar en las condiciones concretas de cultivo que se van a utilizar, por lo que estos datos son sólo orientación.
El fotoperíodo es un factor que regula la división celular, en diatomeas la reproducción asexual (división) ocurre durante el período de luz y éste es acelerado bajo iluminación continua. En contraste las especies formadoras de auxosporas (ésporas sexuales), dan lugar a células del mismo tamaño y esto ocurre en el período de obscuridad. Por lo tanto, el período de iluminación puede ajustarse de acuerdo a los objetivos del cultivo: el fotoperíodo contínuo (horas de iluminación prolongada) produce crecimientos rápidos, un fotoperíodo con horas de luz y oscuridad semejante al fotoperíodo solar mantiene un crecimiento normal y saludable.
En la Tabla 5 se muestran las características de algunas de las especies de microalgas unicelulares utilizadas en acuacultura para la nutrición de moluscos y crustáceos.
Además del control de los parámetros antes mencionados es necesario considerar que para el establecimiento de un sistema de producción de alimento vivo es importante el dominio de las técnicas de aislamiento, purificación y mantenimiento de cepas, así como el conocimiento de la fisiología, ciclo de vida, bioquímica, etc. de las especies para determinar su factibilidad de cultivo y sobre todo su contenido nutricional para poder llevarse a niveles masivos de producción. La Tabla 6 muestra algunos de los principales requerimientos de los cultivos de microalgas.
MEDIOS DE CULTIVO
Se han desarrollado diferentes medios para el cultivo de microalgas que van desde las fórmulas para enriquecer el agua de mar natural, hasta el uso de medios artificiales que permitan resultados constantes en contraste con los resultados tan variables que brinda el uso del agua de mar natural que entre otros factores depende del lugar donde se colecta ésta, y el tiempo de almacenamiento de la misma.
Los medios artificiales se usan principalmente para fines experimentales, ya que como se ha mencionado, brinda resultados constantes, aunque existen algunas especies que no crecen en medios artificiales por factores desconocidos que afectan su crecimiento, las principales fórmulas utilizadas van desde el agua de Miguel, que data de 1910, desarrollada por Allen-Nelson; el medio de End-Schereiber de 1934, hasta fórmulas específicas para familias como la fórmula del Laboratorio Haskins de Nueva York para diatomeas, Provasoli et al., 1975; Matthiesen & Thorner, 1966; McIachlan, 1973; Guillard F., 1973; Droop, 1975, 1979; Schoene, 1982, etc. Las principales formulaciones de los medios de cultivo, tanto de mantenimiento de cepas como de producción masiva (minerales, enriquecidos y orgánicos).
El fitoplancton se desarrolla y multiplica en relación de las condiciones fisicoquímicas del medio. En términos generales son los macronutrientes o factores limitantes del crecimiento el carbono, Nitrógeno, Fósforo, Silicio, Magnesio, Potasio y Calcio, que se requieren en cantidades relativamente grandes, mientras que los llamados micronutrientes (Fierro, Manganeso, Cobre, Zinc, Sodio, Molibdeno, Cloro y Cobalto) se necesitan en menores cantidades.
Existen otros medios que incluyen en su composición sustancias orgánicas (vitaminas, aminoácidos) necesarios para aquellas especies de microalgas Auxótrofas, es decir que no sintetizan por medio de la fotosíntesis este tipo de compuestos y resultan factores que pueden limitar su crecimiento; tal es el caso de Platimonas, Chrysophytas y algunas Bacillariophyceas.
TABLA 7. MEDIO DE GUILLARD & RHYTER
A. SOLUCIONES NUTRIENTES
Disolver 0.08 gr de clorhidrato de Cobalto CoCl2.6H2O y 0.8 gr de Sulfato de Cobre CuSO4.5H2O; en 100 ml de H2O destilada.
Añadir 1 ml de solución A.1. a aproximadamente 800 ml de H2O destilada, que previamente se le ha adicionado:
Añadir 1.2 gr de Etilenodiaminotetracetato Disódico (EDTA) diluído a cerca de 900 ml de H2O destilada.
Ajustar el pH de la solución con Hidróxido de Sodio IN-Na(OH), hasta 7.5.
Evitar la formación de precipitado, el cual puede elevar la adición de mucho alcali.
Añadir 10 gr de Nitrato Potásico KNO3 y 1.4 gr de Fosfato Dihidratado de Potasio KH2PO4.
Diluir la solución a 1 litro y en autoclave a menos de 15 libras de presión por 15 minutos.
Guardar la solución en botellas de vidrio en la obscuridad.
B. SILICATO DE SODIO
Disolver 10.5 gr de Metasilicato Pentahidratado de Sodio Na2SiO3.5H2O ó 14 gr de Na2SiO3.9H2O en 1 litro de agua destilada.
Esterilizar la solución por filtración a través de un filtro de vidrio.
Guardarla en un envase de polipropileno esterilizado.
C. ACIDO HIDROCLORHIDRICO
Preparar una solución 0.1N-HCL.
Determinar por titulación la cantidad de esta solución necesaria para neutralizar 10 ml de la solución B.2-Si × ml de 0.IN-HCL han sido utilizadas para neutralizar 10 ml de solución B.2, multiplicar por 100 y esta cantidad llevarla a 1 litro de H2O destilada.
Esterilizar la solución ácida por filtración a través de un filtro de vidrio.
Guardarlo en una botella de polipropileno esterilizado.
D. SOLUCION DE VITAMINA
Disolver 10 mg de Tiamina hidroclórica y 10 mg de Biotina en 100 ml de H2O destilada.
Diluir 10 ml de solución D.1 en 100 ml de H2O destilada.
Esterilizar solución D.2 pasándola a través de un filtro de vidrio.
Guardarla en porciones de 10 ml en tubos estériles de tapa enroscada a menos de 20°C.
Solución Primaria de Metales Traza
A. Con "Secuestrante Férrico" (Cloruro Férrico):
Disolver 5 gr del Secuestrante Férrico en 900 ml de agua destilada y añadir 1 ml de cada una de las soluciones primarias de metales traza preparados anteriormente; aforar a un litro y asegurar que el pH quede cerca de 4.5. Use 1 ml de esta solución por cada litro de agua de mar para hacer el medio de cultivo. Agua de mar filtrada (5µ, 10µ, etc.) y de ser posible irradiada con UV.
B. Con EDTA y Cloruro Férrico (FeCl.6H2O)
Disuelva 3.15 g de FeCl.6H2O ó 4.36 de EDTA (Na2) en 900 ml de agua destilada, agregue 1 ml de cada una de las soluciones stock primarias de metales traza y afore a 1 litro, asegure un pH de 2.0.
Use 1 ml de esta solución por litro de agua de mar para preparar el medio "f/2".
Solución Primaria de Vitaminas
Solución Primaria de Biotina: Se prepara a partir de cristales de Bl, disolver 10 mg de biotina en 96 ml de agua destilada. Haga esta solución ligeramente ácida para ser autoclavada y manténgase en un congelador.
Solución de Bitamina B12: A partir de Cyanocobalamina U.S. de 1000 mg/ ml solución inyectable. Tomar 1 ml y aforarlo en 100 ml de agua destilada. La solución se acidifica para ser autoclavada y se congela.
Solución Primaria de Vitaminas
Tomar 1 m de la solución primaria de Biotina y 0.1 ml de la solución stock primaria de B12, aforar a 100 ml con agua destilada y añadir 20 mg de Tiamina HCl.
Se pueden preparar ampolletas de 2, 5 ó 10 ml y almacenarlas estériles (acidificas) en el congelador.
Use ½ ml de esta solución por cada litro de agua de mar para preparar el medio "f/2".
Preparación del Buffer "Tris"
Tome 50 g de "Tris" y disuélvase en 200 ml de agua destilada y ajuste el pH a 7.2 en HCL. Use de 1 a 5 ml por litro de medio antes de la autoclave, ajustando el pH a 7.4 (recomendado usar 1 ml por litro cuando el pH del medio es 7.9–8.2).
Para la producción de microalgas a nivel comercial se usa el agua de mar enriquecida con fertilizantes agrícolas (Urea, Fosfato triple, Nitrato de Amonio, etc.) (Chu, 1942, y Tamiya, 1957; SISFFAA, 1964a) y tradicionalmente la fertilización de estanques con abonos orgánicos, en cultivos de especies herbívoras como las carpas.
TECNICAS DE AISLAMIENTO Y PURIFICACION
Muchos métodos se han desarrollado para obtener cultivos monoespecíficos (de una sola especie) y axénicos (libres de contaminantes). A continuación se brinda una breve descripción de algunos de los principales métodos que se utilizan para aislar y purificar microalgas. (Fig. 1).
1) Aislamiento
Pipeteo capilar: Se utiliza para separar microalgas mayores de 10µ, mediante una pipeta construida con un tubo capilar, a través del microscopio óptico se "pesca" las células y se separan en pequeñas gotas de nutrientes colocados alrededor de una Caja de Petri o en portaobjetos escabados.
Rayado de Placas de Agar: Se transfieren pequeñas gotas de plancton con un asa de siembra, extendiendo por estrías (rompiendo un poco el agar). Este agar se prepara con una solución nutritiva para microalgas y con una relación de 1–1.5% w/v de agar disuelto en el medio nutritivo, se incuba la placa bajo iluminación a 18–20°. De este primer crecimiento se transfiere a tubos con agar inclinado sembrando por estrías o bien, se transfiere a medios líquidos en subcultivos sucesivos para su purificación, de tal manera que en cada dilución se reduzca el número de organismos en una gota, es recomendable combinar la técnica de diluciones con la de transferencia en placa de agar o tubo inclinado para obtenr cultivos clonales (de una sola colonia o célula) y poder establecer el cultivo monoespecífico. Después de 10 días, pequeñas colonias aparecen sobre la superficie del agar, que se pueden transferir mediante el Método de Hocking o de la micropipeta a medios líquidos.
2) Purificación
Como ya se mencionó al describir las técnicas de aislamiento, estas mismas nos permiten purificar el cultivo a través de las resiembras clonales sucesivas, pero además es recomendable entre otros métodos el uso de antibióticos para eliminar otros microorganismos, generalmente de tipo bacteriano que esté contaminando el cultivo de microalgas de nuestro interés.
3) Control Bacteriológico
Para determinar el desarrollo bacteriológico realizamos lo siguiente:
Fig. 1 Método de filtración a través de una columna empacada con algodón.
Fig. 2 Aislamiento y purificación de microalgas por el método de diluciones sucesivas y subcultivos repetidos.
Fig. 3 Método de aislamiento y purificación de microalgas en placa de agar.
Fig. 4 Aislamiento mediante micropipeta y el uso de microscopio.
Una vez preparado colocar en Cajas de Petri, una capa no muy gruesa. Someter a esterilización a 15 lbrs. de presión y 125°C. Con una asa de Platino picar el agar con la muestra que se desea analizar y colocar a la luz y observando si hay crecimiento bacteriano.
2. Si el cultivo presentara bacterias es aconsejable someter a la acción combinada de diferentes tipos de penicilina, por ejemplo:
Filtrar en equipo estéril, adicionar volúmenes de 3.0, 2.0, 1.0, 0.5 y 0.25 que dan concentraciones de:
Ejemplo:
DETERMINACION DE LA DENSIDAD DE POBLACION DE LAS MICROALGAS
Cuando el plancton es utilizado para alimentar larvas u organismos filtroalimentadores como los moluscos, el suministro constante y la concentración de estos alimentos son factores que determinan la supervivencia y desarrollo de los organismos en cultivo. A continuación se hace una descripción breve de los métodos que se utilizan para determinar el número de células presentes en una muestra de plancton.
1) Hematocitómetro o Cámara de Neubaver (Fig. 5)
Mediante una pipeta Pasteur se toma una muestra de plancton y se desliza en la cámara que previamente tiene adherido el cubreobjetos, se deja pasar 5~10 minutos para que la muestra se estabilice; se procede a contar mediante un contador de mano, en algunos casos es necesario diluir la muestra cuando la densidad es alta y también fijada cuando el plancton es móvil, siguiendo los siguientes pasos:
Se toma un milímetro de la muestra.
Se añade un mililitro de agua de mar filtrada ya preparada con formaldehido todo al 4%.
Se deja reposar por tres minutos.
La muestra se homogeniza con una Pipeta Pasteur.
Se cuentan las células de cada una de las cámaras.
Una vez que se tiene el promedio de células de las cámaras, el cálculo total de células por mililitro se lleva a cabo de la siguiente manera:
Fig. 5 Conteo celular en homatocímetro.
Fig. 6 Cuadrantes de la cámara de conteo.
Primero calcule el factor de dilución
m = Muestra problema (ml)
f = Agua de mar con formaldehido
Se requiere también la profundidad del hematocímetro, la cual está incluida en el mismo en la parte inferior derecha.
P.H. = Profundidad del Hematocímetro
Todo el cálculo se multiplica por 1,000 para convertir a mililitros.
Se requiere el número promedio de células de la muestra problema.
N.P. = Número promedio de células por ml
Con todos los incisos anteriores se realiza el cálculo de número de células de la muestra problema por ml y la fórmula queda así:
No. de Células = (F.D.) (P.H.) (1,000) (N.P.)
2) Densidad Optica
Mediante un espectrofotómetro se determina la concentración celular de la muestra por densidad óptica (calibrando con anterioridad el aparato, siguiendo las instrucciones del manual correspondiente), se determina la transmitancia (Nm), que se extrapola con la recta patrón antes determinada que corresponda a la especie problema (se construye graficando transmitancia vs. num. de células/ml). Así en la intersección de la recta conociendo la concentración (Nm) se puede calcular la cantidad de microalgas de la muestra problema. Por otro lado, conociendo la ecuación de la recta de cada gráfica, según la especie, se determina directamente la concentración de células de la muestra sustituyendo el valor dé la transmitancia en esta ecuación.
3) Volumen Celular
Por centrifugación, se obtiene "un paquete o pastilla celular" que desechando el sobrenadante, puede ser pesado y determinado en unidades de peso W/v, la cantidad de células o biomasa de la muestra problema en peso húmedo o peso seco.
4) Composición Química
En algunos estudios se puede determinar la concentración de clorofila A,B y otros pigmentos presentes en la muestra. Debe considerarse que la composición química del fitoplancton varía de acuerdo al tipo de cultivo usado, medio nutritivo y otros factores por lo que es necesario realizar el estudio de la composición química (análisis proximal) de la especie de estudio en relación al tipo de cultivo desarrollado.
METODOS DE ESTERILIZACION
Existen diferentes métodos para lograr las mejores condiciones de desarrollo de las microalgas, libres de microorganismos contaminantes, tanto del aire como del agua. A continuación se describen brevemente los métodos más comunes de esterilización que varían en los resultados de eficiencia, costos y tiempo invertido.
1) Esterilización Química
Uno de los métodos más comunes dentro de este tipo de esterilización, es el uso del Hipoclorito de Sodio (Cloro comercial), resulta ser de bajo costo y brinda buenos resultados para desinfectar recipientes de cultivo, material de cristalería y además podemos esterilizar el agua de mar con la que preparamos el medio de cultivo, utilizando 50 mg de Tiosulfato de Sodio por cada 1 ml de Hipoclorito de Sodio usado; es decir, se utiliza 416 ml de Cloro comercial (6%) y se afora ésta a 1,000 ml (mantenga esta solución en la oscuridad); de esta solución agregue 0.25 ml por litro de agua, deje reposar por 12 h y añada 0.1 ml de una solución de Tiosulfato (ésta se prepara con 248.1 gr de Tiosulfato, Na2S2O3.5H2O aforado a 1,000 ml), y posteriormente introduzca aireación al recipiente de cultivo (carboy o garrafón) y déjelo así por una hora. Una vez esterilizado de esta manera, agregue los nutrientes y vitaminas previamente esterilizados.
Esterilización con Formol
Se recomienda su uso en los casos en que exista una contaminación en las instalaciones o laboratorio por hongos y otros microorganismos. Se utiliza una concentración de 0.1% al 10% (no se utilice para material de cristalería o recipiente de cultivo).
Solución de Alcohol Etílico al 70%
Se recomienda para material de cristal (pipeta, cajas de Petri, tubos de ensayo, etc.). Se pueden utilizar otro tipo de alcoholes (Isopropanol, o Propanol e incluso el Fenol, pero éste último es muy tóxico).
2) Esterilización Física
Esterilización por Calor Húmedo
Utilizando difusores de vapor a una temperatura de 100~110°C, se recomienda para estanques y tuberías de agua y de aire, destruye microorganismos vivos e incluso destruye esporas. Se recomienda utilizarlo por tres días consecutivos. Este método recibe el nombre de Tindarización.
Autoclave
Se recomienda para la esterilización de medios de cultivo, vitaminas, material de cristal. Tiene la desventaja del tiempo que se invierte y el volumen que se puede esterilizar.
Filtración
Se utiliza para separar partículas orgánicas o microorganismos en los medios de cultivo o instalaciones del sistema de aireación. Existen diferentes tipos de los que podemos mencionar: filtros milipore (membranas, vidrio, celulosa, etc.), filtros de fibra (algodón, vidrio, materiales sintéticos), filtros de tierra de diatomeas, geles de acrilamida (esferas de diferentes tamaños en micras), empaques de algodón y carbón activado, y finalmente existen unidades comerciales de esterilización con cartuchos sintéticos (0.45µ, 3µ, 5µ, 20µ) etc.
Esterilización por U.V.
Los efectos de la irradiación ultravioleta son bacteriostáticos y fungiostáticos en longitudes de onda menores de 500 NM (Jerlov, 1970). Se recomienda para estos fines las longitudes de onda de 240 a 280 NM las máximas eficiencias se obtienen cerca de los 254 NM (Kinne, 1976). Los rayos ultravioleta desinfectan el agua. El dato más importante y preciso sobre un tratamiento con rayos U.V. es la dosis de U.V. (normalmente expresada en µW seg/cm2) requerida para matar a un determinado porcentaje de la población de organismos contaminantes. Un antecedente importante son las experiencias reportadas sobre la utilización de unidades de U.V. para desinfectar criaderos de peces y ostiones, cultivos de microalgas, agua de mar almacenada.
3) Criterios de Eficiencia para la Selección y Utilización de los Métodos de Esterilización Mencionados
Método Indirecto: Se analiza el estado de salud y las tasas de supervivencia de los organismos en cultivo.
Método Directo: Se calcula el porcentaje de reducción de microorganismos, analizando el número de éstos presentes en muestras no tratadas y el número de los mismos presentes en muestras obtenidas después de la aplicación del tratamiento de esterilización seleccionado. Esto se puede determinar mediante análisis bacteriológicos (método standard en placa de agar); cuantificando el número de colonias presentes en la caja después de haber inoculado 1 ml de cada muestra por un período de revisión de 24 h, 48 h, 96 h. Para muestras de agua marina se recomienda el Medio de Zobell que selecciona el crecimiento de bacterias marinas; para Coliformes totales se recomienda el Medio McConkey, entre otros. En las Figs. 3 y 4 se muestran resultados de diferentes métodos de esterilización.
EQUIPO E INSTALACIONES
Sala o Laboratorio de Cultivo: Se recomienda para fines de mantenimiento de cepas, transferencias sucesivas de cultivos, crecimiento de cultivos en pequeños y medianos volúmenes. Generalmente para fines de investigación las siguientes características:
Laboratorio con temperatura controlada 18–20°C.
Paredes y pisos de azulejo en color blanco.
Instalaciones para el cepario y cultivo intermedios con lámparas de luz blanca fría fluorescente (20W–37W).
Instalaciones tipo invernadero (ventanas de cristal o plástico con temperatura controlada).
Cuarto de Siembra: Puede instalarse dentro del mismo laboratorio una cabina con campana de flujo laminar o bien una simple mesa de laboratorio con instalación de gas para dos mecheros para la inoculación en condiciones asépticas.
Sala de Producción: Para volúmenes de 200 l o más, se requieren recipientes de materiales plásticos no tóxicos y de preferencia transparentes para el desarrollo a nivel masivo de las diferentes especies del plancton. En este tipo de instalación es recomendable el uso de la luz solar, pues el uso de la luz artificial es de muy alto costo y se requiere además, de equipo para mantener la temperatura a 18–20°C. En zonas de clima templado para cultivos masivos se pueden desarrollar éstos a la intemperie, cubriendo los recipientes en caso de lluvia..
TIPOS DE CULTIVO
Cultivo Estático
Desarrollo del cultivo hasta fase de crecimiento exponencial y la utilización del volumen total del mismo. Generalmente el uso de estos cultivos es para fines de bioensayo o bien para transferencia a volúmenes mayores.
Cultivo Continuo
Un cultivo continuo es un sistema de flujo en el cual las células individuales están suspendidas en un volumen constante en un estado de equilibrio dinámico, establecido por una remoción de cultivo y adición de medio nutritivo por unidad de tiempo con tendencia al infinito. Se habla de una diferencia entre un cultivo semicontínuo y un cultivo continuo. Al parecer esto es incorrecto, ya que la diferencia estriba en el número de períodos de remoción del cultivo y adición del medio nutritivo y en los sistemas continuos este período de remoción y adición es generalmente automático en aparatos llamados turbidostatos y Quimiostatos.
Cuando se requiere de grandes cantidades de células a intervalos frecuentes para alimentar especies en cultivo (peces, crustáceos, moluscos), los cultivos semicontínuos o continuos proveen un gran número con mayor consistencia en forma uniforme y constante. En estos cultivos es importante determinar la concentración óptima de los nutrientes por unidad de tiempo en relación a la tasa de dilución o cosecha del cultivo. Cuando se establece el estadio de equilibrio del sistema, la producción es máxima.
Cultivo Masivo
Se considera cultivo masivo a aquellos que se utilizan como alimento vivo de peces crustáceos y moluscos y cuya producción es a gran escala en tanques u otros recipientes de volumen no controlado.
Existen muchas alternativas para la producción de microalgas en cultivo masivo, desde la utilización de tanques de plástico, madera, concreto hasta los estanques rústicos, así como la utilización de fertilizantes minerales de tipo agrícola hasta una gran variedad de excretas de ganado como fuentes de nutrientes.
En relación a la utilización de luz artificial o natural, ésta dependerá del tipo de infraestructura con que se cuente.
El control de la temperatura será necesario en relación del tipo de microalga en cultivo y de la región climática en donde se establezca el mismo.
Fig. 7) Secuencia de cultivo en sistema estático. Cuando se ha alcanzado una densidad óptima de células, se utiliza todo el cultivo como inóculo de la siguiente fase.
CULTIVO DE ROTIFFROS
En el phylum rotífera se encuentran especies muy importantes objeto de estudio de Zoólogos y Ecólogos, pues son organismos muy activos considerados depredadores en el mundo del plancton pues consumen altas concentraciones de microorganismos, tienen una alta tasa de reproducción y su afloramiento abate rápidamente la concentración de oxígeno en el medio. Es por ello que su localización en los ambientes acuáticos permite indicar la presencia de materia orgánica (medios eutróficos) por lo que revisten gran interés en estudios de Ecología y contaminación.
En la década de los 60's empezaron a considerarse seriamente como una alternativa de alimentación en Acuacultura por sus características de desarrollo, facilidad de cultivo y aporte nutricional.
Una de las especies seleccionadas para su uso en Maricultura es Brachionus plicatilis del que presentamos sus alternativas de producción en cultivo en los siguientes incisos.
CONSIDERACIONES CENERALES SOBRE LOS CULTIVOS DE ROTTFEROS
Brachionus plicatlis es miembro de la Familia Brachionidae. El ciclo de vida de este organismo involucra una alternancia en la reproducción sexual y asexual. Este organismo ha sido tema de polémica sobre su sistemática, ya que los datos aportados en cuanto a talla y forma concluyen que esta especie en relación al hábitat es variable, ya que soporta amplios rangos paramétricos y está ampliamente distribuida, y esta distribución se debe a la alta longevidad y resistencia de huevos latentes. Los rangos de salinidad que soporta van desde 1 a 97 ppm con el límite extremo de 200 ppm. El agua de mar es el medio óptimo de este organismo. Es también importante mencionar que en dilución rápida del agua de mar se obtiene un incremento en el número de hembras y producción de huevos. El número de huevos producidos por hembra, es un indicador de las condiciones óptimas del medio. Su amplia distribución indica que es una especie Euriterma (5~20°C). La Figura 8 describe la anatomía de B. plicatilis.
B. plicatilis es una especie que no selecciona su alimento (polífago), es un filtro-alimentador, se puede alimentar de microalgas: Cianoficeas, Chloroficeas, Pheoficeas, etc., bacterias y levaduras. En su dieta no se incluye las Familias Cryptomonas y Chrysophytas. Otros trabajos demuestran que sólo pueden ingerir partículas de 12–15µ en tamaño. Existen diferentes trabajos que reportan tasas de ingestión de: 0.14µ 1/min de Chlamidomonas, 0.034 1/min de Olisthodiscus, 0.1 1/min de Chlorella, 0.025µ 1/min de Dunaliellas.
CULTIVO MASIVO Y CALIDAD NUTRICIONAL
La producción masiva del rotífero Brachionus plicatilis se inició en Japón alrededor de los años 60's. Estos se cultivaron inicialmente transfiriéndolos de un estanque a otro de Chlorella con una densidad de 10 a 20 × 106 c/ml.Por lo impráctico de la técnica se iniciaron una serie de investigaciones tratando de encontrar el método adecuado para la producción continua de rotíferos, sin depender de los cultivos masivos de Chlorella y otras microalgas; una de éstas propuso el uso de la levadura de pan (Saccharomyces cerevisiae) como alimento. Se pensó que ésta resolvería la producción de rotíferos, pues esta técnica permite obtener densidades muy altas de más de 100 rotíferos/ml, después de la publicación de estos resultados, otros investigadores se interesaron en estudiar la composición química de los rotíferos alimentados con diferentes microalgas y levaduras.
FIG. 8 Anatomía de Brachionus plicatilis.
TABLA 9. COMPOSICION DE AMINOACIDOS EN Brachionusplicatilis, CULTIVADO CON DIFERENTES MICROALGASY LEVADURAS (g/100 g PROTEINA CRUDA)
TECNICAS ALTERNATIVAS DE PRODUCCION MASIVA
Para el cultivo de B. plicatilis en condiciones óptimas se recomienda la utilización de agua de mar (32~35%), la temperatura óptima de 25°C, y en cuanto a la selección del mejor método de cultivo masivo a continuación se describen esquemáticamente, algunos ejemplos de sistemas de cultivo desarrollados por diferentes autores para la producción masiva de rotíferos.
El primer sistema utilizado fue el llamado método de estanque de transferencia en cultivos sucesivos de Chlorella (Figura 9).
Posteriormente la producción de B. plicatilis con levadura de pan (Figura 10) sustituye la transferencia sucesiva por tanques de recirculación, mejorando el tanque con grava en el fondo y colocando un ascensor de aire en el centro.
La Figura 9 muestra un cultivo sistemático, alternando la dieta de Chlorella y levadura llamado "thinning out method". Este método es el de mayor uso en cultivos masivos pues reporta una alta producción de rotíferos (300 R/ml).
Y finalmente el método desarrollado por, llamado "sistema de retroalimentación", semejando un ecosistema con la participación de bacterias pseudomonas (producción de nutrientes por biodegradación) para Chlorella y ésta como alimento de rotíferos, los desechos de éstos hacia un biodepósito, etc. Las tasas de conversión de alimento de este tipo de sistemas diariamente se incrementan. Se puede concluir que los sistemas de retroalimentación tienen dos ventajas al mismo tiempo: la purificación del agua y la minimización de pérdida de energía a través de la alimentación.
IMPORTANCIA DEL CULTIVO DE Brachionus plicatilis
Las principales ventajas que ofrece el cultivo de Brachionus plicatilis son: rangos amplios de T° y S%, y diferentes alternativas prácticas de cultivo masivo, su pequeño tamaño (100–300µ), lo que permite a las lavas de peces y crustáceos ingerirlos cuando todavía no pueden ingerir nauplios de artemia, su fácil y barata alimentación con diferentes especies de fitoplancton, levaduras y dietas artificiales. Su alta velocidad de reproducción bajo condiciones óptimas de cultivo, pudiendo duplicarse la población en menos de 24 horas, lo que permite obtener altas densidades.
En cuanto a su contenido nutricional, como ya se mencionó anteriormente B. plicatilis ofrece la gran ventaja de incrementar su contenido nutricional en relación de su dieta y cuyos resultados en relación a contenido de ácidos grasos esenciales.
Para el buen manejo de la población de rotíferos en cultivo, es recomendable el uso de ecuaciones sencillas como las que se muestran en la Tabla 10, que nos permiten conocer la concentración adecuada de alimento y la tasa de reproducción y fecundidad, factores que nos indican el buen desarrollo del cultivo, que si son bien controlados nos permitirán el establecimiento de cultivos continuos y densos para su uso como alimento vivo.
FIG. 9 Esquema del sistema de cultivo en tanque de recirculación: A) Bomba de aire; B) Rotíferos en el medio; C) Tubo de vinil (25 cm de diámetro); D) Filtro de recirculación; E) Tina de policarbonato (Pan-light), cubierta de fibra de vidrio.
FIG. 10 Técnica de cultivo desarrollada por la asociación The Seto Inland Farming Fisheries Association (SISSFFA) y la Estación de Maricultura de Nagasaki. Este método es el más comúnmente utilizado y es llamado "Thinning out method".
CULTIVO DE Artemia salina
CONSIDERACIONES GENERALES
La Artemia salina es un crustáceo que en estado adulto mide entre 17–18 mm, posee un par de apéndices prensiles, ojos pedunculados, 17 pares de apéndices, una furca (rameada o bifurcada). La hembra adulta posee un ovisaco en el que incuba de 10 a 30 huevecillos generalmente y en condiciones óptimas hasta 70 huevecillos. Algunos autores reportan de 50–200, según la especie (Figura 11). Presenta un ciclo de vida sexual y asexual. Existen especies bisexuales y especies patenogenéticas en ambas.
Pueden presentarse dos alternativas de desarrollo del huevo: uno es el desarrollo de larvas (prenauplio, nauplio) o bien que en condiciones adversas se presente el fenómeno de "Criptobiosis", en el cual se producen los quistes. Este fenómeno se debe a que la gástrula permanece en este estado en períodos de desecación ambiental; esta gástrula enquistada en condiciones favorables se hidrata y continúa su desarrollo hasta eclosionar el nauplio (Figura 12).
Esta capacidad de la Artemia de la formación de huevos resistentes es lo que la ha hecho ser uno de los recursos de alimentación en Acuacultura más importantes, pues los quistes pueden conservar su variabilidad durante varios años hasta que se dan las condiciones necesarias para la eclosión.
Áreas de Distribución
A finales de los 60's la demanda de quistes de Artemia era insuficiente, por lo que se encareció. Debido a esta gran demanda se incrementaron las investigaciones sobre este organismo, principalmente por el Reference Center de la Universidad de Ghent, Bélgica, en colaboración con laboratorios de Estados Unidos e Inglaterra, explorándose varias zonas naturales de producción de Artemia en Europa, Asia, América y Australia.
Aunque su distribución es cosmopolita, la mayor abundancia ocurre en zonas tropicales y subtropicales. Existen dos categorías generales en cuanto a salinidad se refiere de las zonas de producción natural de Artemia: Thalasso-halino donde la mayor concentración de sales son de NaCl (menor número de localidades). Athalasso-halino con sales de Sulfatos, Carbonatos y Sales de Potasio (mayor número de localidades). Estas categorías son importantes, pues determinan las diferentes especies de Artemia.
OBTENCION Y CONSERVACION DE QUISTES
Existen cinco etapas fundamentales para la preparación de quistes que son: colecta en zonas naturales o en cultivos intensivos, filtrado, lavado, secado, envasado y almacenado. En zonas naturales (salinas, lagos, zonas estuarinas), los quistes se acumulan en las orillas mezclándose con arena, lo que permite variaciones del nivel del agua y éstos están sometidos a deshidratación e hidratación, lo que disminuye su viabilidad, por lo que al colectarlos deben de ser pasados por tamices, lavarse alternativamente con agua de mar y agua dulce, incluso se recomienda su centrifugación para eliminar la mayor parte de quistes no viables, y su secado por varios métodos, entre ellos corrientes de aire. Existen muchos métodos para la obtención de quistes y técnicas de descapsulación reportadas por la bibliografía, ya que A. salina es objeto de estudios muy intensos.
FIG. 11 Artemia salina: A) Hembra, B) Cabeza de macho, C) Cabeza de hembra, 1. Ojo nauplio, 2. antenuelas, 3. antena, 4. apéndice toráxico, 5. saco ovigero, 6. segmento abdominal, 7. furca, 8. ojo pedunculado.
FIG. 12 Estados nauplio de Artemia salina.
TABLA 11. TECNICAS PARA DESCAPSULAR QUISTES DEArtemia salina (P. SORGELLOS, 1982)
Hidratar el huevo de artemia una hora con aereación.
Cerrar el aire de la incubadora y dejar reposar unos minutos. Los huevos que sedimenten sacarlos con un tamiz y los que floten desecharlos.
Pasar la artemia a la solución descapsulante de siete a diez minutos como máximo. Evitar que suba la temperatura a más de 35°C (al terminar se ve el quiste de color anaranjado y transparente al microscopio).
Regresar los huevos al tamiz y lavarlos con agua de la llave hasta que pierdan el olor a cloro (unos diez minutos).
Lavar los quistes con HCl .1 normal (18 ~ 20 segundos).
Regresar la artemia al tamiz y lavarla con agua de la llave unos cinco minutos.
Pasar los huevos a la incubadora con agua de mar y esperar la eclosión en 24 horas.
OBTENCION DE LA SOLUCION DESCAPSULANTE
La solución descapsulante está formada con agua marina, Hidróxido de Sodio e Hipoclorito de Sodio.
Volumen de solución descapsulante14 ml por gramo de quiste (71.88 ml)
Cantidad de Hipoclorito de sodio
A = .5 por gramo de quisteB = 3000 por índice de refracción del Hipoclorito – 4003
Cantidad de agua de marEs igual a la diferencia que hay entre el volumen de la solución descapsulante menos la porción del Hipoclorito de Sodio.
Cantidad de Hidróxido de Sodio 0.15 g por g de quiste (1.5 g/10 g)
Producción de Quistes
Es importante mencionar que a salinidades bajas (100 g/l), existe alta reproducción. Este dato debe considerarse, pues permite un reclutamiento continuo, pudiendo partir de una pequeña población, se puede obtener en pocas semanas producciones altas. A salinidades muy altas no hay reclutamiento, se genera la producción de quistes, acompañada de la muerte de los adultos.
La producción de quistes no sólo se desencadena por altas salinidades, sino por alta temperatura y desecación, niveles tóxicos de iones (K, Ca, etc.).
La Artemia es un organismo osmoregulador, por lo que dentro de su cuerpo la salinidad es baja y deshecha constantemente sales.
Producción Comercial
Los mayores productores a nivel mundial de quistes de Artemia son: Estados Unidos, URSS y Bulgaria..
Es sumamente difícil establecer un programa simple para controlar la producción y cosecha de Artemia en zonas naturales, por todos los factores antes mencionados por lo que se recomienda: 1) Un monitoreo periódico de las poblaciones en estudio. 2) Caracterizar su ciclo de vida a través del año (número de organismos adultos, nauplios, quistes). 3) Lo anterior permitirá conocer la concentración de alimento adecuado y el tiempo idóneo para fertilizar y el establecimiento de la cosecha.
En las salinas, la introducción del cultivo de Artemia contribuye a la precipitación de la sal, ya que la Artemia controla la población de algas disminuyendo la viscosidad.
Al introducir Artemia, se contribuye a obtener mayor pureza de la sal por otros compuestos o partículas.
CULTIVO DE ARTEMIA
Parámetros Ambientales
Temperatura: En relación a la temperatura, el límite inferior es de 6°C y el límite superior de 37°C. Después de este rango hay alta mortalidad.
Composición Química: La composición química del medio debe de tener iones de Na, K, Mg en proporciones adecuadas. La relación Na: P y Cl:SC4 es muy importante. Cabe mencionar que se han transferido especies de medios con sales de Carbonatos a medios con sales de Sulfatos, y se ha reportado que pueden adaptarse a ellos, observándose cambios de interés en la cepa adaptada diferente a la cepa original.
pH: En relación al pH, se considera adecuado el rango de 8.0 a 10.0.
Oxígeno: El rango de O2 es amplio desde 1.0 mg/l hasta saturación de O2.
Alimentación
Se han encontrado en análisis del contenido del tubo digestivo desde algas y detritus hasta granos de arena, lo que demuestra que es un organismo filtrador no selectivo, por lo que puede ingerir materiales contaminados. Ingiere partículas de 1.2 a 50 µ. Sólo se alimenta de partículas, no de alimentos solubles. La Artemia no regula su nutrición (se alimenta las 24 h). Estos factores deben de considerarse para la adecuada selección de las especies silvestres, y para calcular la concentración y la dieta adecuada para fines acuaculturales.
En las poblaciones silvestres es difícil determinar el rendimiento máximo sostenible (RMS), ya que éste depende de los factores ambientales.
Proceso de Eclosión
El fenómeno de eclosión es un fenómeno químico puro (intercambio iónico), relacionado con la concentración de glicerol que posee el embrión, a mayor producción de glicerol hay mayor absorción de agua; en etapas críticas de presión osmótica la membrana se rompe, y después la concentración de glicerol súbitamente baja a cero, el glicerol es liberado. Si bien se ha observado que en altas densidades de quistes la presencia de glicerol es importante, pues interviene en la sincronía de la eclosión (ya que no actúa tóxicamente sobre las larvas). Es recomendable cambiar esta agua antes de que transcurran diez horas de la eclosión, ya que la presencia del glicerol incrementa las poblaciones bacterianas.
Parámetros que permiten la eclosión de quistes
Temperatura óptima de eclosión de quistes: 25 a 30°C.
Salinidad: 5 ppm (límite variable). A mayor S‰ de 30 ppm, los quistes no alcanzan el período crítico de ruptura o eclosión, y en tal caso no se consigue ésta.
Descapsulación: En la descapsulación se controla el proceso de osmo-regulación. Permitiéndose la descapsulación es más fácil conseguir la eclosión (en el anexo se incluye la técnica de descapsulación recomendada por P. Sorgeloos).
pH: A un pH de 8.0 hay una buena eficiencia de eclosión. Debajo de éste la eclosión disminuye. Se recomienda el uso de 2 g de NaHOO3/1 para asegurar una mayor eclosión.
Oxígeno: En el metabolismo de Carbohidratos de Artemia, la presencia de O2 es relevante. Para conseguir una eclosión eficiente se recomiendan altos niveles de O2 (condiciones anaeróbicas afectan la eclosión y el metabolismo de Carbohidratos).
Cultivo Intensivo
Se han desarrollado diferentes sistemas para el cultivo de Artemia en condiciones de laboratorio para fines de investigación sobre la Fisiología, Bioquímica, los mecanismos de formación de quistes, eclosión y el aporte nutricional de la Artemia, entre otros muchos estudios importantes, que han permitido el establecimiento de cultivos para la nutrición de larvas de peces y crustáceos de importancia en Acuacultura.
Estos cultivos se pueden clasificar en dos grupos: los llamados cultivos intensivos, en recipientes de volumen controlado (tanques de concreto, tinas de plástico, estanques rústicos, etc.). En estos sistemas las condiciones ambientales y los nutrientes están controlados, por lo que se logran altas densidades de cosecha. En la Tabla 12 se muestran algunos ejemplos de dietas utilizadas para Artemia en condiciones de cultivo.
Cultivo Extensivo
El aprovechamiento de zonas naturales de producción de Artemia (salinas, estuarios, lagos salinos), así como su buen manejo para incrementar su producción, permite el establecimiento de los cultivos extensivos.
En los cultivos extensivos puede esperarse una cosecha de 10–20 kg org/m2/día, siendo una producción anual mayor de 30 ton/ha/año. En la Tabla 27 se muestran algunos ejemplos de sustratos utilizados para el cultivo extensivo y la Tabla 28 muestra algunas características de los diferentes tipos de cultivo de Artemia.
Hay que esperar un óptimo en la población para poder manipular los parámetros que inducen la formación de quistes (S‰, Oxígeno, T°).
En relación a la producción de quistes por estación, se calcula en 20 kg/Ha/estación (cinco meses).
Recomendaciones para la optimización de la cosecha de quistes
Diseño de estanques bien orientados (contra el viento) para favorecer la acumulación de quistes (lugares tropicales).
Construcción de barreras (bambú, plástico, etc.).
Determinar la frecuencia óptima de cosecha (una vez al día, preferentemente por la mañana).
Diseño de redes colectoras de malla doble de l mm (exterior) y 50µ de luz interior).
Colección de los quistes en solución saturada y aereación contínua (para deshidratación de quistes).
Aplicación de técnicas para provocar diapausa.
Procesar los quistes (salado, desecado, empaque).
IMPORTANCIA NUTRICIONAL DE Artemia
La Artemia es un excelente alimento vivo en la Acuacultura por sus características de desarrollo, su pequeño tamaño de nauplio y metanauplio (adecuado para las larvas y juveniles de crustáceos y peces) y fácil manejo, etc. El valor nutritivo de los nauplios recién eclosionados es muy alto; este valor decrece en ausencia de alimento. Si la Artemia (metanauplio y nauplio) es alimentada adecuadamente, podemos obtener un enriquecimiento de nutrientes esenciales en un sustrato de microalgas (vivas o secas), o en una mezcla artificial de nutrientes (lípidos, aminoácidos, ácidos grasos, etc.).
Se ha calculado que se requiere entre un 2.5 a 5 g de la fuente, enriquecida para un millón de nauplios, y este enriquecimiento se logra en un período no menor de 6 h.
Los recursos nutricionales que posee Artemia (proteínas, ácidos grasos, etc.). Su composición química y su concentración varían de una cepa a otra, como se muestra en la Tabla 30. De estos nutrientes, las principales fuentes a considerar son los ácidos grasos y aminoácidos esenciales en los nauplios y metanauplios.
Se ha mencionado ya en capítulos anteriores, que la importancia de los llamados alimentos vivos (fitoplancton y zooplancton), radica en el aporte de ácidos grasos y aminoácidos esenciales que puedan brindar para el desarrollo larvario de peces y crustáceos.
Para lavas de peces marinos, los nauplios de Artemia contienen una alta proporción de ácidos grasos esenciales de tipo W,(20:5W3 y 22:6W3) que son los más nutritivos y que permiten el buen desarrollo y alta supervivencia de las larvas.
Para especies de agua dulce, los nauplios de Artemia contienen una alta proporción de los ácidos grasos esenciales W3 (18:2W6 y 18:3W3).
La calidad nutricional de Artemia varía de un aislamiento a otro, de tal forma que en el mercado internacional alcanzan un alto valor aquellas cepas de Artemia cuyos quistes poseen concentraciones altas de aminoácidos esenciales y ácidos grasos.
En Latinoamérica y el Caribe se reporta un gran número de localidades en donde se produce Artemia en forma natural en salinas y zonas estuarinas, de las que se conoce muy poco en relación a su producción, caracterización de la cepa (biología básica, análisis proximal, ecología), y potencialidad de industrialización para ser utilizadas en Acuacultura. Es importante el desarrollo de trabajos de investigación que permitan la explotación de este importante recurso en los países latinoamericanos y del Caribe.
CULTIVO DE COPEPODOS
CONSIDERACIONES GENERALES
Los copépodos son crustáceos de pocos milúnetros que son considerados entre las alternativas de alimentación en Acuacultura. Se han logrado cultivos de Calanoideos (Calanus sp., Acartia sp., etc.) y de Harpacticoideos (un ejemplo es Tigriopus japonicus).
Tigriopus japonicus es un copépodo Harpacticoideo, cuyo adulto mide alrededor de 230 µm. Posee un desarrollo larvario con seis estadios nauplio. Los nauplios recién eclosionados miden alrededor de 120 µm. El estadio de copepodito está dividido en seis subestadios; el sexto estadio de copepodito es el estado adulto. En la Figura 13 se muestra el desarrollo de este organismo.
Técnicas de Cultivo
El cultivo de copépodos aún no dispone de técnicas sencillas para considerarlos posibles substitutos de la Artemia. La principal especie que se ha cultivado masivamente es Tigriopus japonicus, que se ha utilizado para la nutrición de larvas de peces y camarones. Otras especies que se han cultivado en forma masiva son Tiste, Amphiascella, Calanus etc., pero la que ha ofrecido las mayores ventajas para su producción masiva es T. japonicus por su resistencia a cambios ambientales, como son la temperatura (10–27°C), salinidad (0–18‰), concentración y tipo de alimento, etc. A continuación se brinda la información necesaria sobre el cultivo de esta especie.
En condiciones de cultivo se ha alimentado con una gran variedad de microorganismos (bacterias, fitoplancton) detritus o cualquier otro material orgánico de pequeño tamaño. La selección del alimento determinará el contenido nutricional que pueda aportar esta especie para la alimentación de larvas de peces y crustáceos. Las dificultades para su cultivo masivo no son en razón de un estricto control de parámetros ambientales como la temperatura y salinidad, pues como ya se mencionó anteriormente, esta especie es may resistente a variaciones externas del medio ambiente.
Las dificultades para su cultivo están en relación con el sustrato, ya que esta especie es bentónica, por lo que se ha experimentado con diferentes formas y materiales de sustrato artificial. Los mejores resultados de producción se han encontrado cuando se utiliza como sustrato alguna especie de macroalga (Ulva, Enteromorpha, Porfira, etc.), pues no sólo juegan el papel de sustrato sino que aportan material de alimento y constituyen en los sistemas de cultivo un filtro biológico que purifica el agua del mismo y consideran que la temperatura óptima en cultivo es de 20°C.
En el cultivo de T. japonicus y de otros copépodos en general, es importante proporcionar la temperatura óptima, el pH, el tipo de alimento y su concentración óptima, así como la preparación de hábitats adecuados (para aquellas especies que así lo requieran).
Importancia de los Copépodos
Existe aún un largo camino por recorrer en la investigación encaminada a la producción en cultivo de diferentes especies de copépodos, tanto bentónicas como fltoplanctónicas, pues la lista de especies alternativas se encuentra en proceso de experimentación en laboratorio. Es importante recordar que en el ambiente marino los copépodos ocupan un importante papel en las poblaciones que conforman el zooplancton, pues es este grupo uno de los recursos de alimentación más importantes para peces y crustáceos.
FIG. 13 Estadios de crecimiento de Tigriopus japonicus 1 – 6: Estadios de Nauplio 1° – 6°7 – 15: Estadios de copepodito y adulto7 – 9: Copepodito 1° – 3°10 – 11: Copepodito 4° – 5° (hembra)12: Adulto hembra13 – 14: Copepodito macho 4° – 5°15: Adulto macho
CULTIVO DE MICRCORUSTACUOS DE AGUA DULCE
CONSIDERACIONES GENERALES
Dentro de esta clase de organismos existen dos géneros de agua dulce de gran importancia en Acuacultura, que son Daphnia y Moina, las cuales se localizan en diversos medios. El género Daphnia comprende más de 20 especies, de las cuales las más conocidas son: Daphnia magna, D. pulex, D. longispina, D. strauss.
En relación al género Moina podemos mencionar a las especies: Moina rectirostris, M. macrocopa, M. brachiata y M. affinis.
Morfología
Estos organismos se caracterizan por poseer un cuerpo comprimido lateralmente y ovalado, se distinguen segmentos como en otros crustáceos. Presentan dimorfismo sexual marcado, la hembra es más grande que el macho. Presentan un carapacho de quitina transparente, las antenas o apéndices con numerosas setas; ojos compuestos y simples (ojo nauplio). Una cavidad embriónica con huevos y embriones situados en la parte dorsal, entre el carapacho y el dorso del cuerpo. Para la identificación de especies son importantes los apéndices toráxicos en la forma y número de espinas y setas.
PARAMETROS AMBIENTALES
Hábitat
Son organismos ampliamente distribuidos en lagos, reservorios artificiales, charcos temporales y aguas de desecho. Poseen huevos de resistencia llamados efipios con una envoltura quitinosa que el aire y los animales pueden distribuir. Son abundantes en ambientes con alta concentración de materia orgánica en donde proliferan bacterias, levaduras y microalgas. Especies de Daphnia pueden cohabitar con Moina, Copépodos y Brachiópodos.
Temperatura
D. magna es especialmente resistente a cambios extremos de temperatura desde O°C a 22°C y se consideran 18°C-20°C como su temperatura óptima.
D. longispina, D. pulex y Moina rectirostris no sobreviven a cambios extremos de temperatura, se desarrollan en temperaturas de 28°C – 29°C.
Moina macrocopa se desarrolla también en un rango amplio de temperatura desde 5°C a 30°C y se considera de 24°C – 26°C como su temperatura óptima.
Moina brachiata crece en temperaturas de 8°C – 13°C.
Requerimientos de Oxígeno
Estos organismos habitan en medios donde la concentración de O2 es variable, ya que pueden crecer tanto en completa saturación de O2 hasta concentraciones muy bajas. Estas concentraciones están en relación a temperatura, concentración de materia orgánica, concentración de microalgas, etc.
La supervivencia en medios pobres de oxígeno depende de la capacidad de sintetizar hemoglobina. Este fenómeno está en relación directa del oxígeno ambiental. Un incremento en hemoglobina está en razón directa de alta temperatura y excesiva densidad de población. Incluso la hemoglobina está presente también en los huevos y la síntesis de hemoglobina también está relacionada con la concentración de CO2 ambiental.
FIG 14 Daphnia pulex (hembra)
Requerimientos en pH
El pH óptimo en estas especies es difícil de determinar. En términos generales, el pH oscila entre 7.1 – 8 y por ejemplo en D. pulex el pH óptimo es de 5 a 6.
Otros Requerimientos
Existe en estas especies una alta sensibilidad a cambios del equilibrio iónico a diferentes concentraciones de cationes en el medio.
Las reacciones de Daphnia a la presencia de sales de fosfatos y nitratos (0.5 mg/l) es interesante, pues estimula la reproducción y la madurez sexual.
Los huevos contienen carotenoides y su síntesis requiere de la presencia de luz. Es importante mencionar que la madurez sexual también está influenciada por la presencia de luz.
La abundancia y distribución de estas especies depende de la variación estacional pues el número y tamaño de huevos de resistencia partenogenéticos y la madurez sexual dependen de las variaciones de T°, S‰, pH y luz, entre otros. Un exceso de luz solar reduce considerablemente una población.
En relación a la producción de huevos Ephippia (huevos de resistencia partenogenéticos) dependen de la temperatura principalmente. Por ejemplo, en Moina rectirostris éstos se producen a 20~27°C en M. macrocopa a 14°C.
La alimentación en Daphnia y Moina es más compleja que en Branchiópodos, ya que estas especies se alimentan de bacterias, levaduras y microalgas. La Daphnia se adapta a cambios ambientales y puede adaptarse a ambientes nuevos en tres – siete días, reproduciéndose partenogenéticamente. Las colectas de estos organismos de los medios naturales para su cultivo, deben hacerse en primavera y verano.
TIPOS DE CULTIVO
La producción de Daphnia y Moina en condiciones de cultivo es relativamente sencilla por su resistencia a variaciones ambientales y diversas dietas alternativas que se pueden usar como se ha mencionado en párrafos anteriores.
Como en otras especies de alimento vivo, las alternativas de producción de estas especies pueden ser: cultivo en laboratorio para fines de investigación, cultivo intensivo y cultivo extensivo. La Tabla 33 muestra la producción de microcrustáceos de agua dulce con diferentes especies de microalgas y bacterias.
Condiciones Optimas de CultivoT°C – 15°C a 25°CO2 – 3 a 6 mg/lpH – (6.8 – 7.8)Grado de Oxidación – 14.8–26.2 mg O2/l
Medios de Cultivo Recomendables
Medios minerales (sales de fosfatos y nitratos)
Medios orgánicos (estiércol de caballo, res, cerdo, gallina)
Medios enriquecidos (combinación de medios orgánicos e inorgánicos o extractos de suelo
Se recomienda cosechar estos organismos a intervalos regulares para mantener un equilibrio en el cultivo. En condiciones óptimas de cultivo para iniciar la cosecha (de 20 a 25 días después del inicio del cultivo), se puede obtener una biomasa de 10 g/m3. Las Tablas 34 y 35 muestran los diferentes medios de cultivo recomendables para sistemas intensivos y extensivos.
IMPORTANCIA NUTRICIONAL
Las especies más estudiadas en relación de su aporte nutricional para la acuacultura son Daphnia y Moina. La Tabla 36 nos muestra el contenido nutricional reportado para Daphnia.
Estas dos especies de cladóceros de agua dulce han sido seleccionadas dentro del grupo de zooplancton que ofrece alto contenido nutricional y facilidades de producción en cultivo.
La Tabla 37 muestra la composición mineral y proximal de cinco especies seleccionadas como alimento vivo; entre éstas se encuentran Daphnia y Moina.
Es importante considerar que el contenido nutricional de estas especies está en función directa del sustrato en el que se desarrollan. Los cladóceros en Acuacultura han sido objeto de estudios muy serios en países desarrollados como el Japón y La Unión Soviética. Estos trabajos han permitido conocer las condiciones óptimas para su producción en cultivo masivo, así como las alternativas de producción en diferentes medios de cultivo.
Autor:
Gino Paoli Li Alfaro
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