Estudio de los líquidos de Punción

Introducción

Dentro de los materiales que se estudian en los laboratorios de guardia, emergencia y urgencias se encuentran los líquidos de punción (LPN).

Tanto por su labilidad como por la escasa oportunidad de obtener segundas muestras como, así también, producir resultados de importancia para el tratamiento médico se requiere de pericia en su análisis.

La pericia implica la normalización de un esquema de trabajo y la definición de valores de referencia para el laboratorio receptor del material.

La definición del esquema de trabajo queda establecida en la norma ISO 15189 en el Manual de Procedimientos (MP), donde se encuentran los Procedimientos Operativos Específicos (POE), conjuntamente con Instructivos de Trabajo (IT) que se adapten para los LPN (1).

El establecimiento de unos valores de normalidad actualizados es algo de vital importancia para un laboratorio ya que en el informe de resultados, cada valor, debe ir acompañado del intervalo o rango de normalidad.

Se pueden establecer intervalos de referencias biológicos basados en la bibliografía, pero determinados parámetros varían según su situación geográfica, condiciones ambientales y otros factores, de ahí la necesidad de calcular y establecer sus intervalos de referencia.

El Laboratorio de Emergencias (LE) por su propia característica es sensible a la falta de un esquema de trabajo dado los LPN

Objetivos

1 Crear un esquema de trabajo para los LPN en el LE

2 Definir los valores de referencia de normalidad de los LPN

Desarrollo

Líquidos de punción

Existen numerosas patologías asociadas con las alteraciones que se producen en los líquidos de derrame (peritoneal, pleural, pericárdico y sinovial) y los trasudativos como el LCR, denominados genéricamente como LPN.

El estudio bioquímico de los LPN tiene por objetivo contribuir con el diagnóstico de enfermedades que se vinculan con los mismos, ya sea por afecciones en el órgano primario, patologías adyacentes o desbalances en el equilibrio hemodinámico.

Si bien existen parámetros básicos que se incluyen en todo protocolo para el análisis de estos materiales, la orientación que reciba el bioquímico, a través del diagnóstico presuntivo, lo conducirá a sugerir otras determinaciones, que aportarán información útil al médico. Esto es de fundamental importancia al momento de procesar la muestra para su estudio bacteriológico ya que orienta al microbiólogo en la elección de los medios de cultivos adecuados para recuperar al o los posibles agentes etiológicos infecciosos (2).

Bioseguridad

El protocolo de trabajo con líquidos corporales exige el cumplimiento de las precauciones universales. Estos líquidos pueden portar microorganismos patógenos como la Neisseria meningitidis, Cryptococcus neoformans, Mycobacterium tuberculosis, el virus de la inmunodeficiencia humana (VIH) y los virus de la hepatitis, entre otros.

Factores adicionales en la transmisión:

– El tipo de fluido corporal (algunos contienen menos agentes infecciosos)

– La ruta de entrada en el cuerpo (la entrada al torrente circulatorio es más

eficiente)

– Presencia o ausencia de trauma tisular

– La dosis de fluido infectado recibido (volumen, concentración, exposición

reiterada)

– Las condiciones del hospedador (influencia genética, ambiental, infección

coexistente). Condiciones del paciente fuente (estado de la  infección).

Protocolo de trabajo

El protocolo de trabajo de los líquidos corporales está compuesto por:

a) examen macroscópico

b) examen citológico

c) análisis bioquímico (3).

Obtención del material

Las punciones que se realizan para la obtención de los especímenes que aquí estamos tratando son realizadas por los profesionales médicos.

Como regla general para todos los LPN, el material se remitirá al laboratorio en un tubo estéril sin anticoagulante para el estudio microbiológico y otra porción en una jeringa con heparina estéril para el análisis fisicoquímico y el recuento celular; la excepción es el líquido cefalorraquídeo (LCR), el cual se recogerá en tubos ausentes de anticoagulantes.

El material en jeringa se colectará, remitirá y tratará de la misma manera que se procede para con aquella utilizada para el estudio de gases en sangre. Se debe evitar el exceso de heparina y se eliminará el aire atrapado en el interior de la jeringa durante el proceso de extracción, posteriormente se homogenizará por rotación suave y, en lo posible, se enviará al laboratorio en forma inmediata.

Con el LPN se remitirá una muestra de sangre del paciente con el fin de informar los índices de significancia diagnóstica (2).

Recibo del material:

a) La realización de los estudios sobre el material debe ser inmediata.

Verificar que la información del envase coincida con la orden médica

b) Registrar las características macroscópicas del material recibido, turbidez, presencia de cóagulos, sangre, color, entre otros.

Conteo citológico:

a) Traspasar una porción de líquido a un tubo estéril para centrifugar.

La otra porción es colocada en la cámara de Neubauer improved

(cámara de Fuchs – Rosenthal en el caso de LCR) para el conteo citológico previa dilución con líquido de Turk, que consta de una solución de ácido acético al 3% para lisar los hematíes con azul de metileno, permitiendo la diferenciación entre los neutrófilos y células mononucleares.

b) Realizar el conteo citológico y reportar el número de leucocitos y hematíes encontrados en toda la cámara y expresarlos por µl.

Centrifugar a 1000 rpm durante 10 minutos.

Frotis directo:

La otra porción del sedimento se utiliza para realizar el frotis directo, colocando una gota del material entre cubre y portaobjeto.

Dependiendo del tipo de líquido y lo indicado en la orden médica, realizar frotis adicionales para la tinción de Giemsa y la tinción con Tinta china. Realizar el recuento diferencial de leucocitos, siendo el informe de leucocitos en valor absoluto y el diferencial en porcentual (3, 4).

Cámaras de conteo de glóbulos

En los LPN se usa generalmente la cámara de Neubauer improved.

Figura 1. Cámara de Neubauer improved. Modificado de referencia 5.

La cuadrícula de recuento muestra 9 cuadrados grandes, cada uno de 1 mm2. Los 4 cuadrados grandes (en las esquinas) señalados con una "L" están divididos, a su vez, en 16 cuadrados con aristas de 0,25 mm y son los que se utilizan para el recuento de leucocitos.

El cuadrado grande central está dividido en 25 cuadrados medianos con aristas de 0,2 mm estando cada cuadrado mediano subdividido en 16 cuadrados pequeños con aristas de 0,05 mm y una superficie de 0,0025 mm2. La profundidad de la cámara es de 0,1 mm.

Los 5 cuadrados medianos señalados con una "E" se utilizan para recuento de hematíes y de las plaquetas.

Tiene especial relevancia que todos los cuadrados medianos presentan en todos los lados líneas límite triples. La línea central es la frontera con la que se decide si las células de esta zona se deben contar o no (6).

Para el recuento de células en LCR se usa la cámara de Fuchs – Rosenthal. .

Figura 2. Cámara de Fuchs – Rosenthal. Modificado de referencia 7.

La cuadrícula de recuento muestra 16 cuadrados grandes, cada uno de 1 mm2. Cada cuadrado grande está subdividido en 16 cuadrados pequeños con 0,25 mm de aristas y una superficie de 0,0625 mm2. La profundidad de la cámara es de 0,2 mm (6).

Cálculo de elementos presentes en la muestra (6):

Fórmula:

Nota técnica:

En líquidos con presencia de coágulo, no hacer el conteo citológico, porque el coágulo aglutinó un número indeterminable de las células. Reportar "Muestra con coágulo. No es posible el conteo citológico ". Lo mismo si hay piocitos.

Clasificación de los LPN

La clasificación se basa según su origen:

a) líquido cefalorraquídeo

b) líquidos serosos

Entendemos como líquidos serosos a aquellos que provienen de las cavidades pleural, pericárdica, peritoneal y sinovial.

Por su baja incidencia, en esta monografía no se desarrollará el protocolo para el líquido pericárdico.

Tampoco se hará referencia a las prácticas que no se realicen en un laboratorio de guardia, emergencia y urgencias.

Líquido cefalorraquídeo

3. 6. 1 Formación y fisiología del líquido cefalorraquídeo

El cerebro y la médula espinal están recubiertos por las meninges, compuestas por tres capas: la duramadre, la aracnoides y la piamadre. La capa externa es la duramadre y la piamadre la mas interna (8, 9).

Entre las meninges existen tres espacios denominados epidural, subudural y subaracnoideo. El espacio subdural se sitúa entre la duramadre y la aracnoides y se pone de manifiesto al producirse una acumulación patológica de LCR. El espacio subaracnoideo se dispone entre la aracnoides y la piamadre, conteniendo LCR (10).

Figura 3. Disposición general de las meninges encefálicas. Modificado de referencia 10.

El LCR se encuentra en los ventrículos cerebrales, donde se forma por secreción desde los plexos coroideos (70%) que son estructuras situadas en los ventrículos laterales, III y IV ventrículo; y a partir de los capilares cerebrales (30%). El LCR fluye desde los ventrículos laterales, y a través del agujero de Monro, hacia el III ventrículo y, por el acueducto de Silvio, hacia el IV ventrículo. Desde allí el LCR alcanza el espacio subaracnoideo a través de las aberturas situadas lateralmente (agujeros de Luschka) y por el agujero de Magendie (11, 12, 13).

Dentro del espacio subaracnoideo el LCR se distribuye hacia abajo por el canal vertebral y hacia arriba por la convexidad cerebral (11).

El flujo del LCR es primero en sentido caudal y luego en sentido cefálico (14).

Figura 4. Flujo del LCR a través del cerebro y la médula espinal. Modificado de referencia 8.

Figura 5. Dibujo descriptivo de diversas áreas del cerebro. Modificado de referencia 13.

En el ser humano hay unos 150 ml de LCR de los cuales 30 ml se encuentran situados en los ventrículos cerebrales y los 120 ml restantes en el espacio subaracnoideo (9).

La reabsorción del LCR se realiza en las vellosidades subaracnoideas. La formación y reabsorción del LCR es de unos 500 ml/día. La meningitis y la hemorragia subaracnoidea (HSA) pueden obstruir las vellosidades subaracnoideas, disminuyendo la reabsorción y produciendo hidrocefalia (11, 13).

El volumen de LCR varia de acuerdo a la edad:

·     Recién Nacido: 40 a 60 ml.

·     Niño: 60 a 100 ml.

·     Adolescente: 80 a 120 ml.

·     Adulto: 140 + – 30 ml.

Ventrículos laterales: 30 ml.

Ventrículos III y IV: 10 ml.

Espacios subaracnoideos cerebrales y cisternas: 25 ml.

Espacio subaracnoideo espinal: 75 ml (12).

Las funciones del LCR son:

a) soporte y protección del sistema nervioso central (SNC)

b) recogida de productos de desecho

c) circulación de nutrientes (9, 15).

El LCR está aislado de la circulación por dos barreras:

– La barrera hematoencefálica (BHE) que impide la entrada de compuestos al SNC, como prácticamente las proteínas.

– La barrera hematocefalorraquídea que impide la entrada de compuestos al

LCR (11).

La siguiente figura indica las relaciones funcionales entre ambas barreras:

Figura 6. Relaciones funcionales entre ambas barreras. Las flechas indican el sentido del flujo de LCR. Modificado de referencia 11.

3. 6. 2 Obtención de la muestra

Se obtiene el LCR por punción lumbar entre las vértebras L4 – L5. Debe descartarse la existencia de presión intracraneal elevada. La presión normal del LCR es en adultos de 90 a 180 mm. de Hg. y en niños es de 10 a 100 mm. de Hg; con presiones normales pueden extraerse hasta 20 ml, pero si la presión inicial excede los 200 mm. de Hg no deben extraerse más de 2 ml.

Se dispensa en tres alícuotas:

tubo 1:estudios bioquímicos e inmunológicos

tubo 2: examen microbiológico.

tubo 3: recuento de leucocitos con conteo diferencial.

Siempre es necesario comparar los valores del LCR con los de una muestra de sangre, y ambas muestras han de obtenerse a la vez (9, 15, 16).

3. 6. 3 Examen macroscópico del LCR

Aspecto.

El aspecto normal es límpido, no precipita ni coagula con una viscosidad similar a la del agua (por lo que se compara con el agua del cristal de roca).

Alteraciones:

Turbio (opalescente) es el aspecto que toma el LCR cuando posee aumento de su contenido en leucocitos, a predominio de polimorfonucleares; presencia de gérmenes (>100000 unidades formadoras de colonia (UFC); más de 400 hematíes/µl o por aumento de proteínas.

Varía desde levemente turbio a purulento. Se lo observa en presencia de meningitis bacteriana y en los abscesos tras su rotura. Rara vez las meningitis virales pueden provocar un LCR ligeramente turbio.

Coágulos por fibrinógeno: punción traumática (más de 200 x103 hematíes/µl) o meningitis purulenta. No aparece en HSA.

Viscosidad aumentada: Meningitis criptococcica.

Glóbulos de grasa de diversos tamaños por embolismo graso en el cerebro.

Color.

Es incoloro como el agua de roca. Pueden presentarse las siguientes si- tuaciones patologicas:

a) rojo (hemorrágico) con todos sus matices de acuerdo a la etiología e intensidad.

Puede ser de origen traumático: cuando la punción rompió un vaso sanguíneo en su paso al espacio subdural se la confirma de varias maneras, por ejemplo con el "signo de la escarapela": se explora

utilizando una gasa seca sobre la que se deja caer 2 – 3 gotas, observaremos un centro rojo homogéneo rodeado de otra área mas clara o amarillenta y finalmente, la mas periférica, mojada. Otra

manera de confirmarla es la "prueba de los tres tubos" que consiste en juntar varias gotas en cada tubo sucesivamente, el color rojo presente solo en el primero o aclarándose progresivamente delata un

accidente técnico. El líquido homogéneamente rojizo, en todos los tubos, se debe a una hemorragia previa.

b) xantocrómico lo produce la oxihemoglobina de la sangre derramada en el espacio subaracnoideo y / o ventricular de varias horas.

También se lo puede observar en casos de ictericia y de aumento de proteínas en el LCR.

La xantocromía hace referencia a la coloración rosada, anaranjada o amarillenta del sobrenadante del LCR después de haberlo centrifugado. La xantocromía aparece entre 2 y 4 horas después de

producirse una HSA (por rotura de un aneurisma o de una fístula arteriovenosa).

Pasadas las 12 horas tras la hemorragia, aparece un color amarillento entre los 4 y 8 días, pudiendo estar presente hasta 4 semanas. El sobrenadante de las muestras traumáticas es transparente. La

xantocromía aparece cuando los hematíes se han lisado. Pueden observarse xantocromías producidas por:

• presencia de bilirrubina procedente del plasma en el LCR debido a que su concentración es superior a 5 mg/dl

• demora en la centrifugación de un LCR hemático

• presencia de carotenoides por hipercarotenemia

• presencia de melanina por un melanosarcoma en las meninges

• contaminación con desinfectantes yodados utilizados para la desinfección de la zona de punción.

Signo de Froin: es un LCR xantocrómico que en contacto con el aire coagula (por aumento de la concentración proteica) es frecuente observarlo cuando se extrae LCR distal a un bloqueo completo de la

circulación del líquido a nivel espinal.

c) verdoso: aparece en situaciones de aumento de bilirrubina y en presencia de una elevada cantidad de leucocitos polimorfonucleares neutrófilos (debido al color verde de la mieloperoxidasa)

d) negro: sugiere la presencia de metástasis de un melanoma

e) transparente: se da en varias meningoencefalitis con moderada elevación de leucocitos (10 – 100/µl), moderada elevación de proteínas (hasta 100mg/dl), glucosa normal o disminuida (9, 14, 15,

17, 18, 19).

Figura 7. Tubos con LCR. De izquierda a derecha: normal, xantocrómico, con hemólisis, turbio. Modificado de referencia 8.

Resumiendo:

Tabla 1. Examen macroscópico del LCR. Modificado de referencia 9.

Tabla 2. Diferencias entre HSA y punción traumática. Modificado de referencia

15.

3. 6. 4 Examen citológico

El estudio de las células debe realizarse antes de dos horas, para evitar que se produzca la lisis de las mismas.

El uso de los analizadores hematológicos para el análisis de LCR es una alternativa al método manual para descartar líquidos patológicos. En la zona de decisión clínica (10 leucocitos/µl) el aparato puede sobrevalorar el número de células. Por ello se propone la realización manual cuando el recuento automático esté entre 8 y 20 leucocitos/µl.

La citocentrifugación es un método para el recuento diferencial de leuco- citos, que nos permitirá obtener una concentración de las células sin alterar su morfología para su posterior identificación con la tinción de Giemsa: en un portaobjetos se dispensa con una pipeta pasteur una gota de LCR, haciéndole un frotis. Se fija con metanol cinco minutos y luego se agrega solución de Giemsa.

Se espera diez minutos y se lava bajo el chorro de la canilla. Se deja secar.

En el caso de no disponer de citocentrífuga se puede centrifugar la muestra con una centrífuga a 500 rpm durante 5 minutos, separando el sobrenadante y realizando una extensión tras la resuspensión del sedimento.

Leucocitos:el número total normal varía según la edad:

neonatos: 0 – 30/µl

1- 5 años: 0 – 20/µl

6-18 años: 0 -10/µl

adultos: 0 – 5/µl.

Fórmula:

neutrófilos: 0 – 6 %

linfocitos: 40 – 80 %

Tabla 3. Valores normales de tipos de células en el LCR. Modificado de referencia 9.

Pleocitosis es el termino con que se denomina al aumento del contenido en células (superior a lo normal), puede ser leve (hasta 30/µl), moderada (hasta 100/µl) o intensa (mas de 100/µl):

Pleocitosis moderada o intensa a predominio linfocitario (meningitis tuberculosa; meningitis viral; meningitis micótica; sífilis; poliomielitis aguda).

Pleocitosis moderada o intensa a predominio polimorfonucleres (meningitis bacteriana aguda; mas de 1000/µl es diagnóstico diferencial).

Pleocitosis leve a predominio polimorfonucleares o linfocitario se observa en meningitis serosas; sinusitis, otitis, sin constituir el cuadro meningítico clásico completo).

Pleocitosis a predominio de eosinófilos, se presenta en estados inmunológico reaccional alérgico del tejido conectivo perivascular de la leptomeninges.

Pleocitosis a predominio de células plasmáticas, se da en procesos inflamatorios crónicos del sistema nervioso o de sus cubiertas.

El aspecto turbio / purulento del LCR depende de la pleocitosis a predominio polimorfonuclear y estos lo hacen en procesos bacterianos, por ello la meningitis tuberculosa que es una patología de instalación crónica produce pleocitosis a predominio linfocitario y en consecuencia el aspecto es límpido ("cristal de roca").

Hematíes: normalmente no hay. Su aumento indica la existencia de hemorragia intracraneal o punción lumbar traumática. En este último caso se debe corregir el número de células restando un leucocito por cada 700 hematíes.

Otra aplicación es la de corregir la concentración de proteínas (1 mg por cada 1000 hematíes).

Macrófagos: aparecen dentro de las dos horas después que los hematíes ingresan al LCR, o sea que su presencia indica hemorragia.

Puede presentarse células malignas, como linfoblastos, mieloblastos y monoblastos, procedentes de leucemias. Excepcionalmente se diagnostican en el LCR sarcomas, tumores germinales, etc. (9, 14, 15, 17, 19, 20, 21, 22).

Figura 8. Macrófagos en LCR. Modificado de referencia 8.

Figura 9. Linfoblastos por leucemia linfocítica aguda en LCR. Modificado de referencia 8.

Figura 10. Mieloblastos por leucemia mielocítica aguda en LCR. Modificado de referencia 8.

3. 6. 5 Análisis bioquímico

Glucosa.

Procede de la glucosa sanguínea por mecanismos de transporte activo y difusión por gradiente de concentración.

Su presencia en el LCR recibe el nombre de glucorraquia, con un valor normal igual al 60 % de la cifra de glucemia medida simultáneamente a la extracción del LCR.

Su cifra normal es de 40 a 70 mg/dl en el adulto y de 60 a 80 mg/dl en el niño. En recién nacidos prematuros la concentración de glucosa es de 24 – 63 mg/dl y en los recién nacidos a término es de 34 – 119 mg/dl.

Hipoglucorraquia se la encuentra en meningitis bacterianas y micóticas.

Hiperglucorraquia: se observa en diabetes, virosis (meningitis, poliomielitis); uremia. Este fenómeno se da porque lo usan leucocitos, células neoplásicas, bacterias o por la inhibición de la entrada de glucosa a causa de cambios en la BHE.

Se ha postulado que la relación glucorraquia/glucemia menor de 0,36 se encuentra en el 100 % de las meningoencefalitis bacterianas y todas las virales mayor de 0,35 (6, 9, 15, 17, 23).

Proteínas.

La concentración de proteínas del suero es unas 200 veces la del LCR, lo cual explica la diferencia de color entre ambos líquidos.

La composición proteica del LCR es compleja.

Un 80 % de las proteínas del LCR proceden del plasma, principalmente por mecanismos de difusión pasiva.

También existen mecanismos de transporte activo. El paso de proteínas desde el plasma hacia el LCR depende de:

1) constantes físicoquímicas (radio y masa molar, carga eléctrica)

2) concentración en el plasma

3) estado de la BHE.

El 20 % restante de proteínas del LCR se origina por síntesis intratecal. El efecto final de la BHE es el de mantener una concentración de proteínas en el LCR con una relación de 1/350 respecto a la del plasma.

La concentración y la composición de las proteínas del LCR varían según su origen y la edad del individuo. Así, la concentración de proteínas más baja se encuentra en el LCR ventricular, siendo intermedia en la cisterna, y superior en la zona lumbar.

Tabla 4. Valores de referencia normales de proteína en LCR. Valores expresados en mg/dl. Modificado de referencia 15.

Normalmente, se encuentran muy pocas proteínas en el LCR, dado que son grandes moléculas que no cruzan la BHE.

Las alteraciones en la concentración de las proteínas en el LCR son debidas a:

1) aumento del paso de proteínas desde el plasma hacia el LCR, ya sea por alteración de la BHE o por obstrucción a la libre circulación del LCR

2) aumento de la síntesis o de la liberación de proteínas in situ.

El estudio de las proteínas del LCR es útil en el diagnóstico y seguimiento en las siguientes situaciones:

1) para evaluar el grado de afectación de la BHE consecutivo a la inflamación, el aumento de permeabilidad de esta barrera conlleva un incremento en la concentración de proteína en el LCR

2) en la detección de procesos inflamatorios del SNC

3) en procesos degenerativos-destructivos del SNC, en los cuales existe una liberación de proteínas específicas desde el mismo hacia el LCR.

Los 3 puntos anteriores pueden ocurrir simultáneamente en algunas enfermedades neurológicas.

Disociación cito-proteica: se denomina así cuando en el LCR se encuentra una pleocitosis sin aumento de las proteínas o un aumento muy discreto. Se presenta en afecciones inflamatorias del parénquima, de moderada agresividad (encefalitis benignas); en procesos inflamatorios como sinusitis; en procesos infecciosos sistémicos (meningitis) .

Los aumentos de la concentración de proteína en el LCR son más frecuentes que sus disminuciones. Pueden deberse a:

1) punción lumbar traumática, con mezcla de sangre periférica provocando un aumento en la concentración de proteína a expensas de proteínas plasmáticas

2) degeneración tisular (Parkinson, esclerosis múltiple, Síndrome de Guillain Barré)

3) obstrucción a la libre circulación del LCR (compresiones medulares por tumor, hernia o absceso)

4) mayor síntesis proteica en el SNC (aumento de la síntesis de inmunoglobulinas por la presencia en el SNC de infiltrados linfoplasmocíticos, por ejemplo en la esclerosis múltiple)

5) accidentes vasculares: embolia cerebral, hemorragia

6) mayor permeabilidad de la BHE (inflamaciones e infecciones, trastornos metabólicos y tóxicos).

En este último caso importante recordar que:

• en las meningitis agudas bacterianas, la concentración de proteína en el LCR suele ser superior a 1,5 g/l

• la concentración de proteína en el LCR puede estar dentro del intervalo de referencia hasta en un 10 % de las meningitis agudas bacterianas

• la concentración de proteína en el LCR puede no estar elevada al inicio de distintos tipos de meningitis

• sólo un 1 % de las meningitis víricas cursa con concentraciones de proteína en el LCR superiores a 1,7 g/l, frente a un 50 % de los casos de meningitis agudas bacterianas.

Este aumento es inespecífico pero indicativo de alguna enfermedad. Los aumentos de la concentración de proteína en el LCR se deben con mayor frecuencia a meningitis bacterianas y más raramente a otros procesos inflamatorios, tumores, hemorragias y enfermedades degenerativas.

Tabla 5. Causas del aumento de proteína en el LCR. Modificado de referencia 15.

El estudio de la concentración de proteína en el LCR reviste interés para establecer el diagnóstico diferencial entre las meningitis bacterianas y las no bacterianas, siendo ésta la principal aplicación de la medición urgente de la concentración de proteína en el LCR, en pacientes que acuden con sintomatología neurológica aguda.

El descenso en la concentración de proteína se encuentra en los procesos que provocan dilución del líquido, por ejemplo:

1) fuga de LCR por un desgarro dural (traumatismo craneoencefálico, punción lumbar previa, rinorrea u otorrea de LCR)

2) retirada de grandes volúmenes de LCR (neumoencefalografías)

3) aumento de la presión intracraneal (puede provocar una mayor filtración de LCR a través de las vellosidades aracnoideas)

4) hipertiroidismo (mecanismo no aclarado).

Tabla 6. Causas clínicas de valores anormales de proteínas del LCR. Modificado de referencia 8.

Albúmina.

Disociación albúmino-citológica: se denomina de esta manera cuando en el LCR se encuentra una celularidad normal con hiperproteinorraquia. Es propio de situaciones de bloqueo del flujo del LCR a lo largo del conducto espinal por tumores, procesos inflamatorios, entre otras causas. Se da también en el síndrome de Guillain-Barré. Su grado maximo es el denominado síndrome de Froin en el que la elevada concentracion de proteínas da al líquido un color amarillento.

La albúmina constituye un buen marcador del intercambio entre el LCR y el plasma debido a su capacidad de difusión a través de la BHE.

Los valores de referencia de la concentración de albúmina en el LCR oscilan entre 12 y 32 mg/dl.

Puesto que la albúmina es de síntesis hepática, toda la albúmina presente en el LCR procede del plasma. Por lo tanto, la relación entre las concentraciones de albúmina en el LCR y en el plasma refleja la integridad de la BHE.

Tabla 7. Determinación del cociente de albúmina. Modificado de referencia 24.

Valores entre 9 y 30 x 10-3 indican alteraciones moderadas de la BHE; entre 30 y 100 x 10-3, alteraciones severas; y superiores a 100 x 10-3, indican pédida de la integridad anatómica y funcional de esta barrera. Así, por ejemplo, una meningitis bacteriana ocasiona una mayor disfunción de la BHE y, por lo tanto, un Qalb-LCR/suero mayor que el síndrome de Guillain-Barré, y ésta a su vez mayor que las meningitis víricas.

En neonatos, los valores normales del cociente son superiores a los del adulto, debido a la inmadurez de la BHE, tendiendo a igualarse a partir de los 6 meses (6, 9, 15, 16, 17, 20, 25, 26).

Lactato deshidrogenasa (LDH).

Sus niveles normales son un 10 % de la concentracion serica. Aumenta en traumatismos cerebrales, afecciones degenerativas, convulsiones, meningoencefalitis y tumores.

La LDH en LCR se eleva en la hemorragia del SNC, pero no en la punción traumática; también nos ayudan en el diagnóstico diferencial de las meningitis bacterianas y víricas, ya que en casi el 90 % de las meningitis bacterianas la concentración de esta enzima se encuentra elevada (9, 17, 27).

Cloruro.

Los valores normales se encuentran entre los 116 – 122 mmol/l. Aumenta en casos de hipercloremia. Las hipoclorurorraquias ocurren en las hipocloremias y en las meningitis tuberculosas y purulentas (17).

Lactato.

Los valores normales se encuentran entre 1 – 3 mmol/l.

Es independiente de la de lactato en sangre porque éste no atraviesa la BHE. El lactato presente en el LCR es el producto final de la glucólisis anaerobia tanto de los leucocitos como de las bacterias, siendo el metabolismo bacteriano, en caso de infección, la principal fuente de lactato en el LCR.

Aumenta en infarto cerebral, edema, trauma, meningitis bacteriana o fúngica pero no en la vírica.

Debe comenzarse con un tratamiento antimicrobiano cuando la concentración de lactato es =4 mmol/l, teniendo en cuenta que por encima de >9 mmol/l conllevaría un mal pronóstico (15, 20, 28).

Creatinquinasa (CK).

Su valor medio es inferior a 4 UI/l. Se eleva en lesiones cerebrales isquemcas, HSA, Guillain-Barré (17, 27).

3. 6. 6 Método de tinción del LCR con Tinta china

La meningitis crónica es causada por Cryptococcus neoformans.

Las preparaciones con tinta china para C. neoformans poseen una sensibilidad 25-50 % menor que las pruebas de aglutinación con látex para el antígeno criptococo. La especificidad es menor de 100 %, por lo que algunos pacientes las células mononucleares pueden repeler las partículas de carbón de tinta china produciendo falsos positivos, evitándose con el uso de nigrosina.

Método:

1) centrifugue suavemente el LCR para concentrar las células en el fondo del tubo (2 minutos)

2) elimine el exceso de líquido (se guarda si son necesarios exámenes posteriores)

3) extraiga una gota del fondo del tubo de centrifugado y colóquela en el centro del portaobjetos

4) coloque una gota de tinta china en la gota de la muestra; mezcle suavemente

5) tape con cubreobjetos

6) examine la muestra a 10 aumentos y confirme los hallazgos a 40 aumentos (26, 29, 30).

Figura 11. Cryptococcus neoformans por el método de tinción con Tinta china. Modificado de referencia 26.

3. 6. 7 Resumen de los principales rasgos diagnósticos de los distintos tipos de meningitis en el LCR

Tabla 8. Modificado de referencia 17.

Líquido pleural

3. 7. 1 Anatomía de la pleura

La pleura es una membrana que recubre el pulmón, mediastino, diafragma y pared costal, de forma separada en cada hemitórax.

Se establece la distinción entre pleura parietal y visceral, en realidad se trata de una membrana contínua, y la transición entre ambas pleuras se encuentra en el hilio pulmonar (31).

3. 7. 2 Fisiopatología de la pleura

Formación y absorción del líquido pleural (LP): las capas pleurales actúan como membranas semipermeables de forma que pequeñas moléculas como la glucosa tienen paso libre al espacio pleural, mientras que macromoléculas como la albúmina lo tienen impedido; de este modo las concentraciones de glucosa son similares a las del plasma y es menor la de las proteínas.

El LP es un ultrafiltrado plasmático procedente de la pleura parietal, y se absorbe en su mayoría por los capilares viscerales, mientras que las proteínas se recuperan por los capilares de la pleura parietal, normalmente menos de 15 ml de líquido se encuentran en el espacio pleural. Su reabsorción se realiza vía linfática.

Su volumen normal oscila entre 0,1 y 0,2 ml/kg de peso corporal, es de color claro, inodoro y su concentración proteica se sitúa entre 1 y 1,5 g/dl.

En estado fisiológico, el LP contiene alrededor de 1500 células/µl con predominio de monolitos (30 – 75 %) y de células mesoteliales (70 %), menos linfocitos (2 – 30 %) y escasos neutrófilos (10 %), sin glóbulos rojos.

El pH es alcalino, con una concentración de bicarbonato incrementada en un 20 al 25 % con respecto a la plasmática. Los niveles de glucosa de LP y plasma son prácticamente iguales, el de LDH es inferior a la mitad del valor plasmático.

Se considera patológico un volumen de LP que pueda ser detectado ra- diológicamente. La causa más frecuente de su aparición es la insuficiencia cardíaca (ICC).

Mecanismos de producción del derrame pleural: el derrame pleural (DP) se produce cuando velocidad de formación supera a la de absorción.

a) Aumento de las presiones hidrostáticas: al elevarse las presiones capilares de la circulación pulmonar como en la insuficiencia cardíaca o la sobrecarga de volumen se producirá un trasudado.

b) Descenso de la presión oncótica: como en el síndrome nefrótico o la desnutrición extrema.

c) Aumento de la permeabilidad en la microcirculación pleural: se produce cuando la pleura se ve afectada por el proceso patológico, como en las afecciones infecciosas, inflamatorias o tumorales. Da lugar a exudados.

d) Alteración del drenaje linfático: se compromete la reabsorción del líquido. Es típico del DP recidivante o persistente. Si existe rotura o bloqueo del

conducto torácico secundario a tumores, traumático o posquirúrgico se producirá quilotórax.

e) Movimiento de fluido desde el peritoneo: a través de los linfáticos diafragmáticos (31, 32, 33, 34, 35, 36).

Tabla 9. Causas del DP. Modificado de referencia 35.

3. 7. 3 Definiciones

Los DP se clasifican como trasudados o como exudados.