Técnicas de inseminación artificial en ovinos (página 3)

MÉTODO DE DILUCIÓN

La dilución del semen se debe hacer tan pronto como se pueda una vez recolectado y analizado de forma rutinaria. Tanto el semen como el diluyente se colocan en baño de agua a 30 °C para que en el momento de la dilución tenga la misma temperatura. El diluyente se debe colocar en el baño antes que el semen (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

La dilución de diluyente frió al semen puede ocasionar el shock por el frió con la consiguiente reducción de la fertilidad. Para la dilución se debe utilizar una pipeta calibrada o la misma pipeta de inseminación unida a una jeringa de 1,0 ml. La pipeta que se utilice debe estar estéril y seca. La dilución se realiza pipetenando una cantidad adecuada de diluyente y adicionándola lentamente al recipiente donde se encuentre el semen. Siempre adicionar el diluyente al semen, nunca al contrario, ya que pueden alterarse los espermatozoides con lo que se reducirá su mortalidad. Después de adicionar el diluyente se agita todo convenientemente y se examina al microscopio para comprobar la mortalidad de los espermatozoides (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

VOLUMEN DE INSEMINADO

El volumen de inseminado puede variar ligeramente dentro de ciertos limites. El límite inferior viene determinado por el volumen mínimo que se puede manejar convenientemente y con cierta seguridad.

El limite superior esta determinado por la capacidad de órgano o lugar de la inseminación para retener el semen. Así, por ejemplo, la colocación de más de 0,2 ml de semen dentro del cérvix de la oveja no ofrece ninguna ventaja ya que rebasaría dentro de la vágina (Tabla 1) (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

Tabla 1 Volúmenes recomendados para inseminación.

Fuente: Salamón, 1990.

EQUIPO PARA LA INSEMINACIÓN ARTIFICIAL

Equipo para inseminación artificial vaginal o cervical

El equipo utilizado para la inseminación vaginal esta formado simplemente por una pipeta de plástico rígido conectada a una jeringa de 1,0 ml. Es similar, en todos sus aspectos, al utilizado en inseminación cervical. Excepto que la punta es rígida (Bearden y Fuquay 1982; Salamón, 1990; Arthur et al., 1991; Chemineau et al., 1991).

El equipo básico para la inseminación cervical consiste de una lámpara de cabeza, un espéculo y una pipeta. El espéculo tipo pico de pato es preferible al tipo tubular ya que permite una mejor visibilidad y localización del cérvix y más fácil de limpiar (por dentro y por fuera). Algunos especulaos llevan lámpara incorporada. Sin embargo, es más práctico utilizar una lámpara que se coloca en la cabeza del técnico y que lleva una batería de 6 voltios (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Arthur et al., 1991; Chemineau et al., 1991).

Para la inseminación cervical se utilizan varios tipos de pipetas o pistolas de inseminación, pero las más populares son las pipetas de un solo uso, de plástico, que están fabricadas con plástico robusto interno de 2,5 mm, mientras que el extremo es de 5,5 mm, para utilizar en ovejas, la punta 1 cm. esta ligeramente doblada en un ángulo de 30°; estas pipetas también se pueden utilizar en la cabra, aunque la penetración en cérvix suele ser más fácil si no están dobladas por la punta. El extremo opuesto se conecta e una jeringa de 10 ml y cada vez que se accionan solo pueden liberar una dosis (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Arthur et al., 1991; Chemineau et al., 1991).

Los aparatos de inseminación semi-automáticos no suelen utilizarse por su dificultad en limpiarlos y porque es difícil de mantener la temperatura ideal del semen, en ellos, antes de practicar la inseminación. Para la aplicación de semen contenido en pajuelas (en forma liquida o congelada) se utiliza un aparato llamado pistola de inseminación o pistoleta (Bearden y Fuquay, 1982; Salomón, 1990; Arthur et al., 1991; Chemineau et al., 1991; Guayanés, 1992; Cambell et al., 1996; Ishwar y Momon, 1996).

Equipo para inseminación artificial intrauterina

Esta formado por un telescopio, dos equipos de trocar-cánula, uno para el telescopio con una conducción de gas y llave de dos vías para este y el otro para la pipeta de inseminación 5 mm con la válvula del gas quitada; una fuente de luz y cable de fibra óptica; una bomba de gas (dióxido de carbono o aire) con regulador y una línea de conducción de ese gas (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

Las pipetas de inseminación puede ser de vidrio o de plástico. Tienen un diámetro interno de 2 mm, el externo es de 4,5 mm y tienen unos 30 cm. de longitud. Si se utilizan pipetas de vidrio deben tener un diámetro externo de 0,04 mm. superior. Las pipetas de plástico van provistas de una aguja hipodérmica de 5 mm, calibre 24. El otro extremo de la pipeta se une a una jeringa de 10 ml para permitir la aspiración y expulsión de semen (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

DESCONGELACIÓN DE LAS PAJUELAS DE SEMEN

El semen de carnero congelado en pajuelas se puede descongelar retirando las pajuelas del nitrógeno líquido y metiéndolas en agua a 37 °C durante 2-3 minutos. Las pajuelas, una vez descongelada, se seca y corta por un extremo. Las pajuelas deben usarse en los siguientes 15 minutos y después se coloca en la pistola diseñada para estas especies.

SUJECIÓN DE OVEJAS

La inseminación debe practicarse en un lugar donde existan varios apartaderos o rediles para facilitar el manejo de las hembras en grupo. También es aconsejable disponer de un redil para guardar las hembras inseminadas. Las ovejas deben sujetarse y presentarlas para la inseminación de tal forma que se haga en el menor tiempo posible y con el mínimo de trabajo, sin que se produzca estrés innecesario en los animales y que permita la rápida y fácil localización del lugar de la inseminación para la deposición del semen.

El método de sujetar las hembras dependerá de las disponibilidades que se tengan y del método de inseminación que se vaya a utilizar. En la práctica, cuando mejor sea el método de sujetar y presentar la hembra para la inseminación mayor será el número de animales inseminados (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Chemineau et al., 1991; Hafez y Hafez, 2000).

Sujeción de hembras para inseminación vaginal o cervical

Para inseminación vaginal, el mejor sistema para sujetar a las hembras es en posición de pie, empujando contra la pared del propio cercado o redil. El método que permite una presentación más conveniente para la inseminación cervical de ovejas es el denominado sobre barrera, en el que el animal se inclina con la cabeza hacia abajo, colocando su parte posterior sobre la barrera del redil. Para las cabras puede ser más conveniente utilizar un redil adecuado si es difícil confinarlas en un corral. Una caja de embalaje portátil puede ser útil para cabras, para cuando hay pocas ovejas que inseminar o cuando no se disponga de otros medios (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Chemineau et al., 1991).

El diseño de un corral de inseminación cebe tener en cuenta la raza y tamaño de los animales. Se precisa de un corral más grande y una barra más alta para las hembras de raza más grande. Como norma general, una altura conveniente de la barra, para utilizarla en ovejas, puede ser de 85-90 cm. con un ancho de 60-65 cm. y una longitud de 6-8 metros para un total de 15-25 ovejas (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Chemineau et al., 1991).

Este tipo de corral se puede construir a nivel del suelo o algo más elevado, a conveniencia del inseminador. En este caso la elevación de los primeros travesaños no debe ser superior a los 50 cm. La posición deberá ser tal que la luz de las ventanas no se proyecte de frente del inseminador (Salamón 1990).

Las hembras para inseminación cervical son sujetadas por un ayudante que, desde el interior de este corral, mantiene los cuartos traseros sobre la barra del mismo mientras las patas delanteras quedan apoyadas en el suelo (Salamón, 1990)

Sujeción de las hembras para inseminación intrauterina

Para practicar la laparoscopia a las ovejas se utiliza un carrillo especial. Este carrillo esta provisto de elementos para sujetar las patas de los animales y de una especie de charnelas para poder elevar sus cuartos traseros. Es muy conveniente disponer de dos carritos y mejor si están provistos de ruedas, pues así los animales pueden ser preparados para la inseminación en un área e inseminados en otra (Salamón, 1990).

INSEMINACIÓN ARTIFICIAL

La inseminación de la oveja puede ser vaginal, cervical transcervical ó intrauterina. Los métodos difieren en cuanto a su complejidad y expectativas de éxito.

La inseminación vaginal es el método más simple y más rápido cuando se realiza semen fresco diluido pero requiere una dosis de semen generalmente mayor que si se utiliza alguno de los otros métodos (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; del Pino, 2000; Hafez y Hafez, 2000).

Aunque no se pueda recomendar de una forma general, la inseminación vaginal puede ser útil cuando el tiempo y las disponibilidades sean factores limitantes o para inseminar hembras vírgenes en las que la estrechez de la parte vestibular no permite la penetración del espéculo (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; del Pino, 2000; Hafez y Hafez, 2000).

El método más comúnmente utilizado para ovejas es la inseminación cervical utilizando semen fresco. Cuando se practica adecuadamente, la inseminación cervical de semen fresco o semen sin diluir da por resultado una alta fertilidad, comparable a la obtenida en rebaños con monta natural. Este es el método generalmente recomendado de inseminación cuando se utiliza semen freso diluido o sin diluir (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; Hafez y Hafez, 2000).

El porcentaje de éxitos de la inseminación cervical utilizando semen de carnero congelado-descongelado ha sido relativamente bajo, pero se pueden obtener resultados satisfactorios al practicar la inseminación intrauterina que lleva implícito una cirugía menor (laparotomía exploratoria) (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; Hafez y Hafez, 2000).

En algunas cabras se puede practicar la inseminación intrauterina, vía cérvix. La inseminación intrauterina con semen fresco diluido se utiliza para inseminar hembras superovuladas en los programas de transferencia de embriones (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; Hafez y Hafez, 2000).

En la oveja, la inseminación cervical artificial a tiempo fijo resultados del estro hormona el transporte de esperma ha reducido en la cérvix y disminuyó la fertilidad. Estos resultados están en contraste con la inseminación intrauterina que evita la cérvix y resultados en las proporciones de gestaciones altas e indica eso durante inseminación artificial que la cérvix ovina no permite al pasaje libre de semen (Mitchell et al., 2002).

Varios marcadores de inflamación, incluso, prostaglandinas y el interleucina 8 (IL-8) está presente en la cérvix y es parte de la cascada inflamatoria que lleva a la contratación eventual de neutrofilos, descargo de la enzima y avería del tejido. Las respuestas inflamatorias ocurren el funcionando normal de varios órganos reproductores, incluso el ovario y el útero, así como la cérvix (Mitchell et al., 2002).

La proporción de fertilización está sumamente alta en las ovejas después de la monta natural en un estro espontáneo, indicando una diferencia en la función cervical entre las ovejas inseminaron naturalmente y las ovejas inseminaron artificialmente (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; Hafez y Hafez, 2000).

La fertilidad del estro inducido por un progestageno solo o con gonadotropina es más bajo que en las ovejas cíclicas. Aumenta la fertilidad con las concentraciones mayores de progestageno probablemente es el resultado del desarrollo folicular más apropiado, cronometrando la oleada de LH, y transporte de esperma, la proporción de ovulación es baja durante el anestro pero se aumentó por el eCG (gonadotropina corionica equina) o por FSH al retiro del progestageno (Knights et al., 2001).

INSEMINACIÓN VAGINAL

La inseminación vaginal consiste en la deposición el semen fresco diluido dentro de la vágina anterior sin el uso del espéculo ni el intento de localizar el cérvix. Con frecuencia se hace referencia a esta técnica como disparo en la oscuridad (DELO o método SID shot in the dark por sus siglas en ingles) (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; del Pino, 2000; Hafez y Hafez, 2000).

Precisamente por los malos resultados obtenidos, esta técnica se reemplaza por la cervical y solo se utiliza cuando la segunda es imposible de realizarse.

La vulva de la hembra se debe limpiar con un poco de algodón para evitar la contaminación de la vágina al introducir la pipeta, esta se carga primero con un poco de aire, hasta la división 0.2 ml, y luego con la dosis requerida de semen, cogida del tubo que se mantiene en baño a 30 °C. El aire tiene la misión de ayudar a que se expulse toda la cantidad de semen contenida en la jeringa.

La pipeta se debe introducir, con sumo cuidado, lo más lejos posible en la vágina, deslizando su punta por la parte superior de esta, evitándose así su introducción accidental en la uretra, que esta en el piso de la vágina. Como por lo general no se utiliza espéculo, la introducción de la pipeta libre y tratando de mover de un lado a otro, con suavidad, la pipeta para que penetre mejor. Se aprieta, una vez en su sitio, el embolo de la jeringa y se retira la pipeta (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; del Pino, 2000; Hafez y Hafez, 2000).

La pipeta de inseminación se puede utilizar varias veces siempre que se limpie concienzudamente, después de utilizarla. Si se contamina cualquier pipeta se debe desechar. Para asegurarnos de que las pipetas están limpias y secas adecuadamente y que no interfieran el proceso de la inseminación se debe encargar a una única persona de este cometido.

Es muy importante que el éxito de la inseminación no se vea empañado por prisas indebidas (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; del Pino, 2000; Hafez y Hafez, 2000).

INSEMINACIÓN CERVICAL

A la fecha es la práctica más comúnmente utilizada. La deposición del semen se realiza dentro de los primeros pliegues cervicales, los cuales son visibles con la ayuda de un espéculo con fuente de luz. El método, barato y relativamente fácil, regularmente utiliza semen fresco el cual puede o no ser refrigerado. La utilización de semen congelado ha resultado en rangos poco aceptables de fertilización, pudiendo ser de hasta 10-30% en ovejas.

En cabras el uso del semen congelado resulta en mayores tasas de concepciones (hasta 70%). Lo anterior probablemente refleja la diferencia en la profundidad de inseminación alcanzada en ambas especies (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Chemineau et al., 1991; Mejia y Hernández, 1996; del Pino, 2000; Hafez y Hafez, 2000).

La anatomía de la cérvix permite una penetración completa dentro del cuerpo del útero en un 30-60% de las hembras adultas (con lo cual la técnica se convierte en una inseminación intrauterina no quirúrgica). Así, el rango de concepción se encuentra aparentemente correlacionado de una forma positiva con la profundidad de inseminación dentro del cérvix, incrementándose aproximadamente un 10 % por cada centímetro de avance (Bearden y Fuquay 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; del Pino, 2000).

La técnica cervical se convierte en intrauterina ó transcervical cuando se logra atravesar por completo el cuello del cérvix y depositar el semen intrauterinamente. Recientemente, se ha evaluado una modificación en el método transcervical en ovejas. Dicha modificación implica la sujeción y retracción del cérvix por la vágina con un par de pinzas para permitir introducción del instrumento inseminatorio en el canal cervical. En condiciones de prueba el tiempo recurrido para lograr la retracción del cérvix y la penetración uterina suele ser, en promedio, de 2.6 minutos por oveja (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Chemineau et al., 1991; Mejia y Hernández, 1996; Hafez y Hafez, 2000).

La utilización en campo de esta técnica es limitada, aun cuando se logran fertilidades aceptables. El procedimiento envuelve un alto grado de manipulación y cualquier sangrado accidental de la vágina podría causar adherencias y comprometer la habilidad fuera de concebir naturalmente. Los resultados de concepción pueden ser tan bajos como 18% y tan buenos como 90%, sin embargo, no hay datos disponibles de su eficacia en usos repetidos (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; Hafez y Hafez, 2000).

Para la inseminación cervical se suele emplear la técnica de sobre la barra. La vulva de la hembra, se limpia con algodón. Los genitales externos suelen estar limpios, de todas formas la introducción del espéculo será más sencilla si el animal carece de pelo o lana en la región (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Hafez y Hafez, 2000).

Si se utiliza un espéculo, tipo pico de pato, se debe introducir en la vágina con las valvas cerradas y paralelo a los labios de la vulva. Se debe evitar el tratar de introducir el espéculo por fuerza, ya que esto puede ocasionar lesiones en los tejidos. Después de insertado unos 10-13 cm., el espéculo, puede rotar unos 90° (arriba o abajo) o abrir sus valvas. Se dirige, entonces, el haz de luz de la bombilla hacia la vágina anterior, a través del espéculo hacia los lados.

Las valvas del espéculo no deben permanecer abiertas mucho tiempo para evitar que molesten al animal. Si se hace difícil la colocación del cérvix, es aconsejable mover la postura de sujeción del animal (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Hafez y Hafez, 2000).

Algunas hembras, particularmente las que no son susceptibles de estrés o las que se manejan con poco cuidado, pueden orinar cuando se las coloca en posición de inseminar. Si la orina se acumula en la vágina se debe drenar de inmediato y lavar la vágina con solución salina, leche u otro diluyente o dejarla en recinto aparte para inseminarla más tarde (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; Hafez y Hafez, 2000).

La pipeta de inseminación debe ser cargada por un ayudante. Para realizar esto se tira del embolo hasta la marca 0.2 ml y luego se introduce la punta de la pipeta en el tubo, inmerso en el baño a 30 °C, que contiene el semen y se aspira la cantidad necesaria (Salamón, 1990).

El inseminador intentara introducir la pipeta lo más profundamente posible dentro del cérvix, pero sin utilizar la fuerza. Si la pipeta penetra el cérvix, el semen puede depositarse dentro del útero al empujar el embolo de la jeringa, esa retirada del espéculo permite el cierre de la vágina anterior lo que impide el reflujo del semen. Después de depositado el semen se retiran, primero la pipeta y luego el espéculo (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

La posición y forma de los pliegues de la entrada del cérvix varía considerablemente de unos animales a otros y en algunas hembras se puede introducir la pipeta dentro del cérvix manipulando, cuidadosamente, sus pliegues. La utilización de pipetas con la punta angulada ayuda a este proceder. Se necesita un tanto de práctica para localizar la cérvix e introducir la pipeta lo más profundamente posible.

En las cabras suele ser necesario introducir la pipeta como si se tratara de la rosca de un tornillo. Si no hay resistencia la penetración de la pipeta suele ser muy fácil, pero también habrá que tener cuidado, en estos casos, de no introducirla demasiado ya que se podría lesionar la pared del útero (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

Se ha demostrado, que cuanto más profundamente se deposite el semen mayor es el índice de fertilidad. En la oveja, con frecuencia es posible practicar la deposición de semen con más profundidad de 1 cm. en el canal cervical debido a la estructura anatómica del cérvix (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

Un método de inseminación artificial transcervical factible para la oveja debe incluir un método por cubrir con los desafíos anatómicos de la cérvix sin inducir el trauma. El método es incluir oxitócica (OT) el tratamiento indujo la dilatación cervical y disminuyó la dificultad de pasar un catéter a través de la cérvix y en el útero. A pesar de eso, hay varios factores desconocidos asociados con este tratamiento. Aunque la oxitócica no afectó la proporción de fertilización, los efectos de manipulación cervical o efectos del tratamiento global no se ha evaluado (Stellflug et al., 2001).

INSEMINACIÓN INTRAUTERINA POR LAPAROTOMÍA

Inicialmente, para depositar el semen directamente en el útero se realizaba una laparotomía media-ventral. Lo anterior hacia que la técnica solo tuviera uso para propósito de investigación. El método se empezó a asociar con bajos índices de recuperación y sobrevivencia de embriones. Para 1982, se empezó a modificar la técnica y a realizarse mediante laparoscopia (Bearden y Fuquay, 1982; Maxwell, 1986; Salamón, 1990).

INSEMINACIÓN INTRAUTERINA POR LAPAROSCOPIA

La deposición del semen directamente dentro del lumen uterino, evitando la barrera natural del cérvix, ha mejorado de una forma radical la fertilidad. Se les suprime el agua y alimento por 12-16 horas, antes de practicar la operación esta medida reduce el contenido de la vejiga y el rúmen, lo que da por resultado una más fácil localización del útero y evita asimismo, la regurgitación del contenido ruminal durante la laparoscopia, se rasura y esteriliza la piel del área anterior de la ubre, se anestesia localmente en un espacio de 5-7 cm. delante de la ubre y 3-4 cm. de cada lado de esa línea (Bearden y Fuquay, 1982; Maxwell, 1986; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; del Pino, 2000).

A continuación se anestesia localmente por ejemplo 2-4 ml de clorhidrato de lidocaina al 2% inyectada por vía subcutánea, 5-7 cm. anteriores a la ubre y 3-4 cm. laterales a la línea alba. Poner especial cuidado para evitar lesionar vasos sanguíneos al poner la anestesia. Se hacen dos pequeñas incisiones para permitir la entrada del laparoscopio (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; del Pino, 2000).

La cavidad es insuflada con oxígeno o gas para facilitar la localización y manipulación del útero al que se le encuentra anterior a la vejiga. La pipeta inseminatoria (aguja hipodérmica) es introducida vía una segunda cánula y se inserta en la pared del útero hasta el lumen liberándose el semen.

Normalmente se inseminan ambos cuernos uterinos antes de retirar el aparato. El tiempo tomado por hembra para la inseminación con esta técnica es de 1-2 minutos dependiendo de la habilidad del operador. Cuando se utiliza semen fresco con este método se logran fertilizaciones mayores del 80%, con semen congelado los rangos alcanzados van desde 50 hasta 80% de concepción (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

La inseminación intrauterina por laparoscopia tiene su mayor utilidad en programas de transferencia de embriones, en donde la utilización de otras técnicas tiene algunas desventajas que son rebasadas por la deposición del semen intrauterinamente (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Ishwar y Momon, 1996; Mejia y Hernández, 1996 Jiménez et al., 2004, Quezada et al., 2004).

TIEMPO DE LA INSEMINACIÓN

La estacionalidad reproductiva de la oveja es poliestrica estacional de días cortos y la duración del estro en la oveja es de 17 días y la ovulación es espontánea de 24 a 27 horas después del estro (Mejia y Hernández, 1996).

Para obtener buenos éxitos con la inseminación artificial se precisa algún conocimiento sobre la duración del estro y el tiempo de la ovulación, para ajustar la práctica de la inseminación al momento más propicio (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

Tanto los cambios de volumen como el espacio físico del mucus-vagino-cervical, que acontecen a lo largo del estro, se pueden utilizar como una guía para determinar el estadio del estro y el tiempo más conveniente para la inseminación. Se ha encontrado una correlación entre estado del mucus y fertilidad, siendo el tiempo optimo para la inseminación cuando el mucus es copioso y claro o ligeramente nebuloso. Sin embargo, es muy problemático en la práctica determinar con certeza el tiempo de aparición del estro y el momento adecuado para la inseminación. La sincronización del estro hace que el tiempo de la ovulación sea predecible (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996).

El tiempo de inseminación varía según el método de inseminación que se vaya a utilizar. En general, la inseminación vaginal es utilizada para hembras con estro natural o sincronizado, siendo necesaria la sincronización para la inseminación intrauterina (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990, Mejia y Hernández, 1996).

Tiempo de inseminar a hembras con estro natural

(Inseminación Artificial Vaginal o Cervical)

Cuando se deba inseminar artificialmente, por vía vaginal o cervical, se obtendrán mejores resultados si la inseminación se hace antes de la ovulación, pero muy próximo a ella. En general, el momento óptimo para inseminar ovejas es 12-18 horas después de la aparición del estro (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; Hafez y Hafez, 2000).

Si se van a inseminar hembras con estro natural, este normalmente se detecta con la ayuda de los recelas marcadores. El contacto con machos puede alterar la duración del estro, que están continuamente con machos.

Una vez marcadas las hembras en estro, por los recelas, deben ser inseminadas lo más pronto posible si solo se utilizan los recelas una vez al día; pero en el caso de emplearlos dos veces mañana y tarde, las hembras marcadas por la tarde se inseminaran a primera hora del día siguiente y luego, algo más tarde, las señaladas por la mañana.

La utilización de recelas dos veces al día aumenta considerablemente (15-20%) el número de estros detectados con lo que la inseminación se puede sincronizar mejor, con relación a la ovulación (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; Hafez y Hafez, 2000).

Tiempo de inseminación en estro sincronizado

Cuando se sincroniza el estro no hay necesidad alguna de detectarlo, la sincronización se debe realizar a un tiempo preferido en relación con la aplicación del tratamiento sincronizador. El tiempo de ovulación varia ligeramente entre las diferentes hembras, según las estaciones climatologicas y con el uso de PMSG o el efecto macho para estimular dentro de unos márgenes relativamente estrechos, entre los diferentes individuos. Si junto a la PMSG se utilizan progestágenos, en forma de pesarios, y un 5-10 % de recelas, el estro aparecerá, en la mayoría de las hembras, a las 36-48 horas después de retirar el pesario y ovularán unas 60 horas después. Los tiempos de sincronización (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996).

Inseminación cervical

Como sucede en las hembras con estro natural, la inseminación suele hacerse antes, pero muy cerca, de la ovulación. El tiempo optimo para inseminar está entre 48 y 58 horas (por lo general, una sola inseminación a las 55 horas) después de retirado el pesario (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996).

Inseminación intrauterina

La manipulación del aparato genital, cerca del momento de la ovulación, puede interferir al transporte de los oocitos desde el ovario al oviducto, con lo que en ese tiempo no se debe practicar la inseminación intrauterina (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996).

Para la inseminación intrauterina se suele utilizar semen de carnero congelado-descongelado. En este caso, el tiempo óptimo para la deposición del semen, en ovejas, es de 60-66 horas después de retirar el pesario (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996).

Las hembras superovuladas y tratadas relativamente altas de gonadotropina, ovulan más temprano que las normales. Estas hembras se deben inseminar con dosis altas de espermatozoides frescos (por lo menos 100 millones de espermatozoides móviles). En este caso la inseminación intrauterina puede realizarse 36-48 horas, después de retirados los pesarios. Cuando se utiliza semen congelado-descongelado en hembras superovuladas, la inseminación intrauterina se debe hacer 44-48 horas después de haber quitado los pesarios (Tabla 2) (Amoha y Gelaye, 1989; Amoha y Gelaye, 1990).

Tabla 2 Resultados obtenidos en la inseminación

artificial utilizando semen fresco y congelado

Fuente: Buckrell, 2000.

NÚMERO DE INSEMINACIONES POR ESTRO

En condiciones de campo, las hembras solo se inseminan una vez por cada estro. Si se quiere aumentar la fertilidad se debe practicar dos inseminaciones por estro. El efecto de la doble inseminación varia según al tiempo de haber practicado la primera con relación a la ovulación (o momento de retirar la esponja).

Para ovejas, con estro natural, el efecto de la doble inseminación es más manifiesto cuando la primera inseminación se practica al principio del estro, que cuando se hace en el medio o final de éste. En la práctica, la doble inseminación previene de la posibilidad de que una inseminación se practique demasiado temprana, en relación con la ovulación. Para hembras con estro sincronizado, la doble inseminación se realiza 48-50 y 58-60 horas después de retirar el pesario. Cuando las hembras están en estro natural, la primera inseminación se realiza tan pronto aparecen marcadas por los recelas y la segunda 8-12 horas después (Rishen y Rise, 1999).

Se debe indicar que, en circunstancias particulares, el aumento (6-10 %) de corderos por la inseminación doble no garantiza el esfuerzo extra que se realiza. Sin embargo, se recomienda la doble inseminación, en un estro, cuando se utiliza semen conservado o congelado y se emplea la inseminación cervical. Si se practica la inseminación intrauterina, la doble inseminación no esta recomendada (Salamón, 1990).

DOSIS DE INSEMINADO

El número total debe repartirse, por igual, en cada cuerno cuando se practica la inseminación intrauterina por laparoscopia. Aun cuando los espermatozoides depositados en un cuerno uterino son capaces de fertilizar los oocitos desprendidos en el ovario contralateral, se ha observado un ligero aumento de la fertilidad cuando el total del inseminado se reparte entre ambos cuernos. Cuando se realiza la doble inseminación, vaginal o cervical, las dosis recomendadas son para cada inseminación (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996).

Tabla 3 Número mínimo de seguridad de espermatozoides móviles en

inseminado para practicar la inseminación en las técnicas diferentes

(número expresado en millones).

Fuente: Salamón, 1990.

Recruce de las hembras que no conciben después de la inseminación artificial

La proporción de hembras que conciben depende de varios factores, pero normalmente no excede del 75%. Sin embargo, las hembras que no conciban después de la inseminación pueden ser recruzadas en un estro próximo con el fin de aumentar el índice de corderaje, esto es posible si el programa de inseminación artificial se realiza dentro de la estación reproductiva. Las hembras en las que el estro y la ovulación ha sido estimado artificialmente, fuera de la estación reproductora, normalmente no continúan cíclicas.

Las hembras pueden cruzarse de nuevo bien por inseminación artificial o por monta natural, siendo preferible este ultimo método dada su simplicidad y bajo precio (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996).

Recruce por inseminación artificial

El recruce por inseminación artificial requiere la utilización de recelas de arneses (mandiles) y sistemas marcadores para detectar el estro. Si la hembra no concibió a la inseminación artificial, en la mayoría de las ovejas el estro suele aparecer, de nuevo, a los 16-17 días. Sin embargo, ante la posibilidad de que el ciclo pueda ser más corto se recomienda introducir los recelas 10-12 días después de practicada la primera inseminación artificial, asegurándose de que los marcadores tengan diferente color.

Se suelen utilizar el 2% de recelas en los rebaños no sincronizados, en los que se sincronizo el estro, los recelas deberán ser del orden de 3-4 %. En este ultimo caso, la mayoría de las hembras no gestantes presentaran celo en un periodo de 4-5 días. Las hembras pueden ser probadas una o dos veces al día para inseminarlas (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Chemineau et al., 1991; Arthur et al., 1991).

Recruce por monta natural

En este caso, se suelen introducir los sementales 10-12 días después de practicada la inseminación artificial. Se suelen utilizar el 2% de carneros cuando las hembras no fueron sincronizadas, cifra que sube a 3-4% cuando se sincronizan en el ciclo anterior. No se precisa el uso de arneses ni marcadores a no ser que se quiera registrar el número de hembras que retornaron al servicio (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

Independientemente del método de recruce que se utilice es importante que el tiempo de nacimientos sea registrado cuidadosamente. Aquellos animales que conciban tras la inseminación artificial suelen parir a los 155 días de inseminados; los que conciben en el subsiguiente cruce parirán unos 160 días después de la inseminación artificial original.

Aunque las hembras en las que se detecta estro después de la inseminación artificial es poco probable que hayan concebido; lo contrario, no es exactamente verdad, ya que las hembras que no muestran estro no quiere decir que estén gestantes. La proporción de hembras que no retornan al servicio es una indicación, pero no una seguridad, del éxito de la inseminación artificial (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

CONCLUSIONES

Actualmente los objetivos de producción ganadera se ven sometidos a una rápida evolución, por lo cual necesitan de progresos continuos en todas las disciplinas, una de ellas, es la reproducción animal, la cual adquiere importancia debido a que el incremento de los rebaños depende fundamentalmente de la multiplicación de los ovinos, es decir, de que estos se reproduzcan, así como del equilibrio fisiológico del organismo y por lo tanto del buen funcionamiento del aparato genital y sistemas relacionados.

El conocimiento de la reproducción animal en la actualidad, incluye una serie de áreas temáticas diversas que van desde los temas básicos de fisiología hasta la manipulación de los gametos, sin olvidar los aspectos aplicables a la mejora del rendimiento reproductivo de una unidad pecuaria.

Todo esto ha evolucionado en los últimos años con el incremento de la tecnología aplicada en dos líneas principales: el estudio de la endocrinología y el control del ciclo sexual utilizando tratamientos hormonales hasta culminar con la inseminación artificial.

La necesidad de México, obliga al MVZ a producir más alimento de una forma más eficiente. Tanto la caprinocultura como la ovinocultura son alternativas de la ganadería que deben ser consideradas para este fin, de tal manera que la capacitación en estas ramas es de gran importancia para que los profesionales estén bien preparados.

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Carlos Bedolla Cedeño 1*,

Gustavo Hinojosa Sámano 1,

Eduardo Bedolla García 1,

Eduardo González Valdés 2,

Edith Lorena Arrollo Ordaz2,

Arturo Chávez Esquivel 2

Ezequiel González Reyes 3.

1Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. Morelia, Michoacán, México.

2 Escuela de Químico Farmacobiología. Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. Morelia, Michoacán, México.

3 Laboratorio de Invertebrados. Facultad de Biología. Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. Morelia, Michoacán, México.

Biografía

Carlos Bedolla Cedeño

Es egresado de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. Ha desempeñado sus actividades como Laboratorista Modular y como Coordinador de Módulo. En 1994, participó en el programa de implementación de los estudios de postgrado en la Facultad de Medicina Veterinaria. Ha sido responsable de varios proyectos de investigación. Ha participado como ponente y conferencista en diferentes instituciones y eventos locales, estatales y nacionales. Ha publicado diferentes artículos en medios locales, nacionales e internacionales. Realizó la Maestría en Ciencias de la Educación (con terminal en Investigación Educativa) y otra en Educación en Ciencias Naturales (con Terminal en Biología). Diplomado en Desarrollo Curricular y en Diseño de Unidades de Enseñanza–Aprendizaje. Integrante del comité que llevó a cabo el cambio del plan de estudios actual en la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia donde labora. Es Profesor e Investigador Titular "A" de Tiempo Completo de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. Es Profesor Titular de las Áreas Integradoras denominadas "Metodología de la Investigación", "Organización y Dinámica Corporal", "Interacción Animal-Medio Ambiente" del Nuevo Plan de Estudios de la Carrera de Médico Veterinario Zootecnista de la FMVZ. Es Miembro de la Red Académica Universitaria en Educación de la Universidad Michoacana. Tiene Diplomado en Formación de Tutores. Es Coordinador del Programa de Tutorías en la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. Es Candidato al grado de Doctor en Ciencias Agropecuarias en la Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro de Torreón Coahuila, México. Actualmente se encuentra desarrollando los siguientes proyectos: 1) Identificación y tipificación molecular de cepas de Staphylococcus aureus aisladas de leche de vacas con mastitis del Municipio de Tarímbaro, Michoacán, México. 2) Epidemiología de la mastitis bovina en Michoacán, México.