Propósito
El objetivo del este trabajo fue explorar la obtención de extractos con actividad antioxidante (AA) o efecto citotóxico (CA) a partir de los residuos (semillas y epicarpios) generados por el procesamiento industrial de mango (Manguifera indica L.) var Colombia y var Tommy Atkins, papaya (Carica papaya L.), guayaba (Psidium guajava L.) y piña (Ananas comosus (L.) Merr), como alternativa para su aprovechamiento y valorización.
Métodos
Los extractos fueron obtenidos empleando extracción Soxhlet a presión reducida. El contenido total de fenoles (TPC) y flavonoides (TFC) fueron cuantificados. La AA fue evaluada en un aceite vegetal comestible (EO) y en carne de res cocida (CBM). La CA fue explorada empleando líneas celulares de tumores humanos: A-549 (adenocarcinoma de pulmón), HT-29 (adenocarcinoma colorrectal), MDA-MB-231 (adenocarcinoma de mama) y PC-3 (carcinoma de próstata).
Resultados
El extracto de epicarpio de mango var Tommy Atkins presentó el mayor TPC, mientras que el extracto de la cubierta de las semillas mango var Colombia mostró el mayor TFC. Los extractos obtenidos a partir de las semillas de papaya, el epicarpio de piña, el epicarpio y el kernel de la semilla mango var Colombia mostraron un significativo efecto antioxidante en EO y CBM. El extracto del kernel de la semilla mango var Colombia presentó CA sobre todas las líneas celulares empleadas, mientras que el extracto de la cubierta de las semillas mango var Colombia mostró CA frente a la líneas HT-29, MDA-MB-231 y PC-3.
Conclusiones
Los residuos de mango, papaya y piña son fuentes de extractos con actividad antioxidante en alimentos y efecto citotóxico sobre líneas celulares de tumores humanos.
Keywords: Agroindustrial wastes valorization, Phenollic compounds, Antioxidant activity, Cytotoxic effect
Las frutas tropicales son muy apetecidas y consumidas a nivel mundial gracias a sus variadas y exuberantes características organolépticas [1–3], como también a sus propiedades nutricionales y efectos biológicos benéficos [4–7]. Según la FAO en el año 2013 la producción mundial de frutas tropicales superó las 90 millones de ton, siendo los productos mayoritarios el banano (30 millones de ton), los mangos, mangostinos y guayabas (25.9 millones de ton), el cacao (4.7 millones de ton) y las papayas (3.5 millones de ton). Los principales productores mundiales de frutas tropicales son India, China y Tailandia, por su parte, algunos países de Centro y Sur América son importantes productores y exportadores de frutas tropicales (Brasil, Colombia, Ecuador, Perú, Costa Rica y Guatemala aportaron en 2013 cerca del 9% de la producción mundial [8]). En el caso específico de Colombia en la última década sus principales productos frutícolas han sido los cítricos (naranja, limón y mandarina), la piña, el banano, el mango, el aguacate y la guayaba [9, 10], algunos de éstos (p.e. banano) son primordialmente de exportación, mientras que los demás son destinados principalmente a su consumo interno. Actualmente algunas de las frutas de mayor consumo en el país son el mango, la guayaba, la piña y la papaya, sus principales usuarios son los consumidores domésticos, seguidos por la industria alimentaria, ésta consume entre 10 y 20% de la producción nacional. Dicha industria emplea estos frutos en la elaboración de productos alimenticios ligeramente procesados como pulpas, concentrados, conservas, jugos y néctares, tal proceso genera cantidades significativas de residuos, principalmente semillas y epicarpio, los cuales pueden corresponder entre el 5 y 30% fw del fruto procesado. Se estima que en el año 2013 en Colombia la producción de residuos por el procesamiento industrial de mango, guayaba, piña y papaya estuvo entre 2600 y 8000 ton [8], cantidad que ha aumentado en los años recientes. El destino principal de dichas biomasas ha sido los centros de recolección de basuras y en una muy baja proporción su uso en la obtención o elaboración de productos secundarios (alimentos para animales, fertilizantes y biocombustibles).
Actualmente existe un número significativo de reportes en literatura en los cuales se evidencia que los residuos (semillas, epicarpio, albedo, flavedo y calix) provenientes del procesamiento de frutas son fuentes promisorias de productos con variadas propiedades y potenciales usos en diferentes áreas [11–18]. Algunos reportes específicos muestran que los residuos de frutas tropicales son fuentes de extractos, fracciones y compuestos con propiedades antioxidantes [19–23] y citotóxicas [21, 24, 25]. En el caso particular del mango se ha evidenciado que extractos provenientes de sus semillas y epicarpio poseen una alta eficiencia para bloquear radicales libres como el 2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH) y el 2,2'-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulphonic acid) (ABTS•+) [26–29], y efecto antiproliferativo sobre células de cáncer cérvico-uterino [30] y de cáncer de mama [31, 32]. Por su parte, extractos y fracciones obtenidos a partir de las semillas y epicarpio de papaya han mostrado actividad antioxidante evaluada usando diferentes métodos in-vitro y modelos celulares [33, 34]. A partir de semillas de guayaba se han extraído fracciones fenólicas las cuales mostraron ser eficientes para reducir la oxidación lipídica [35] y con capacidad bloqueadora del radical DPPH [36]. Estos antecedentes muestran que es necesario explorar alternativas de uso y aprovechamiento para los residuos generados por el consumo y procesamiento industrial de frutas, dichas opciones deben propender por explotar el gran potencial de dichos desechos como fuentes de subproductos con potenciales aplicaciones en diversas áreas (p.e. las industrias alimentaria, farmacéutica, cosmética y química, el sector biotecnológico o en medicina), cualquiera de estas posibilidades permitiría otorgarle un valor a los residuos y ayudaría al fortalecimiento de sus cadenas productivas.
En el presente trabajo se exploró la obtención de extractos con actividad antioxidante (evaluada en alimentos) y citotóxica (evaluada en líneas celulares de adenocarcinoma de pulmón, adenocarcinoma colorrectal, adenocarcinoma de mama y carcinoma de próstata) a partir de los residuos generados por el procesamiento industrial de cinco frutas de alto consumo en Colombia; mango (Manguifera indica L.) var Colombia, mango var Tommy Atkins, papaya (Carica papaya L.), guayaba (Psidium guajava L.) y piña (Ananas comosus (L.) Merr). El objetivo del trabajo fue evaluar alternativas de aprovechamiento para dichos residuos, en las cuales se aislaran sustancias con potencial aplicación como conservantes de alimentos o con propiedades anticáncer Desde el punto de vista económico estas sustancias podrían poseer un alto valor comercial, a pesar de ser obtenidas a partir de un material de desecho. Adicional a lo anterior, las alternativas planteadas podrían ayudar a reducir la carga contaminante sobre el medio ambiente que generan dichos residuos, al proporcionar una opción viable a su disposición final.
Residuos de frutas
Los residuos sometidos a estudio consistieron en semillas y epicarpios provenientes del procesamiento industrial de cinco frutas de alto consumo en Colombia (ver tabla 1), éstos fueron proporcionados por las industrias procesadoras Pulpafruit S.A. y Alimentos SAS S.A. (Bogotá, Colombia). A todos los residuos se les removieron los sobrantes de pulpa, luego se sometieron a lavado con agua y posterior secado a la sombra y temperatura ambiente (15 °C) durante 72 horas. Para cada variedad de mango (Colombia y Tommy Atkins) sus semillas fueron divididas en cubierta y kernel (seed cover y seed kernel, respectivamente en la tabla 1). Cada residuo seco fue sometido a molienda empleando un molino de granos (Corona-Universal), las partículas obtenidas fueron sometidas a separación empleando tamices y agitador vibratorio y el material resultante con tamaños entre 0.180 y 0.850 mm (Mesh -16/+80 US Standard size sieves) fueron empleados en la obtención de los extractos.
Obtención de extractos
The extracts were obtained by reduced pressure Soxhlet extraction in order to reduce the thermal degradation of compounds using methanol as solvent. 5.0 – 10.0 g of each residue, 150 mL of solvent at 35 ± 1 °C (pressure 0.30 atm) and 8 hour of extraction were used. After the solvent was removed by rotary evaporator at 35 ± 1 °C, then the extracts were lyophilized and stored at -20 °C until the total phenolic content, total flavonoid content, antioxidant activity and cytotoxic assays.
Determinación del contenido total de fenoles (TPC)
La determinación de TPC presente en los extractos se llevó a cabo por el método de Folin-Ciocalteu, siguiendo el procedimiento descrito por Hosu y colaboradores [37]. Se tomaron 100 µL de cada uno de los extractos (20 mg/mL) y se les adicionó 750 µL del reactivo de Folin-Ciocalteu (10%w/w). Luego de 5 min, se adicionaron 750 µL Na2CO3 (6%w/w), se agitó y se permitió el desarrollo de la reacción en la oscuridad a temperatura ambiente por 90 min. Posteriormente, se midió la absorbancia a 765 nm (Thermo Scientific Evolution 600 UV/Vis). El TPC es expresado como mg de ácido gálico por 100 g de residuo (mgGA/100 g db), calculados empleando una curva de calibración de ácido gálico (concentraciones entre 0 y 100 µg/mL).
Determinación del contenido total de flavonoides (TFC)
El TFC se determinó siguiendo el procedimiento desarrollado por Chang y colaboradores [38]. Porciones de 500 µL de cada uno de los extractos (20 mg/mL) se les adicionó sucesivamente 1500 µL de etanol (95%w/w), 100 µL de AlCl3 (10%w/w), 100 µL de acetato de sodio (1 M) y 2800 µL de agua destilada. La mezcla resultante se incubó por 30 min a temperatura ambiente y posteriormente, se midieron los valores de absorbancia a 415 nm (Thermo Scientific Evolution 600 UV/Vis). El TFC se presenta como mg de quercetina por 100 g de residuo (mgquer/100 g db), calculados empleando una curva de calibración de quercetina (0 y 100 µg/mL).
Actividad antioxidante (AA)
La AA de los extractos fue evaluada de forma independiente en dos alimentos, un aceite vegetal comestible (EO) y carne de res cocida (CBM). El EO consistió en una mezcla de aceites comestibles (palma, soya y girasol) compuesta por los ácidos grasos oleico (42%w/w), esteárico (30%w/w), linoleico (25%w/w) y otros ácidos grasos poliinsaturados (3%w/w), éste fue proporcionado por la industria de grasa y aceites Duquesa S.A. (Bogotá-Colombia). Por su parte, el corte de carne de res (BM) empleado fue upper neck "chuck or shoulder cuts" con un contenido de grasa de 30%fw, éste fue adquirido en un mercado local de Bogotá (Colombia). Lotes diferentes de EO y BM fueron empleados en los ensayos AA con el fin de obtener resultados representativos respecto al efecto antioxidante de los extractos. La evaluación de la AA consistió en determinar el efecto protector de los extractos contra la oxidación lipídica en EO (sometido a oxidación acelerada) y en CBM (sometida a almacenamiento a 4 °C). La eficiencia de cada uno de los extractos fue seguida por medición de algunos productos de oxidación lipídica como los hidroperóxidos (HP), aldehidos (hexanal y nonanal) y las especies reactivas al ácido tiobarbutúrico (TBARS) y comparada contra el antioxidante sintético tert-butylhydroquinone (TBHQ) empleado por la industria alimentaria.
La oxidación del EO y medición de sus productos fue ejecutada siguiendo el procedimiento descrito previamente por Castro-Vargas y colaboradores [39]. Muestras diferentes de EO fueron adicionadas con Fe+2 (3.5 mg/kg EO) como catión prooxidante y de forma independiente con cada uno de los extractos o el TBHQ (300 mg/kg EO). Muestras control fueron preparadas de igual forma pero sin adición de extractos o antioxidante. Un grupo de muestras de EO, sin antioxidantes, fueron sometidas a análisis inmediato (día cero) y las demás fueron sometidas a oxidación por calentamiento en horno a 60 ± 2 °C durante un periodo de 15 días, cada 12 horas las muestras fueron burbujeadas con oxígeno gaseoso. La eficacia de los extractos y el TBHQ para atenuar la oxidación del EO fue determinada por cuantificación de los HP, hexanal, nonanal y las TBARS. Los resultados son presentados como porcentaje de inhibición de la formación de cada uno estos productos (relativos a la muestra control) entre los días cero y quince (promedio de seis replicas para cada extracto, TBHQ y control), de acuerdo con la Eq. (1):
Eq. (1)
donde [Oxidation Product]c y [Oxidation Product]e corresponden a la concentración de cada producto de oxidacion (HP, hexanal, nonanal y TBARS) en la muestra control y en las muestras adicionadas con cada extracto o TBHQ, respectivamente. La concentración de los HP fue determinada por el método de dienos conjugados midiendo su absorbancia a 234 nm (Thermo Scientific Evolution 600 UV/Vis) y empleando el coeficiente de extinción molar de los hidroperóxidos del ácido linoleico (e = 26000 M-1 cm-1). El hexanal y el nonanal fueron cuantificados empleando headspace-solid phase microextraction-gas chromatography (HS-SPME-GC), en la SPME se emplearon fibras divinilbenzene/carboxen/polydimethylsiloxane (DVB/CAR/PDMS, 50/30 µm, Sigma-Aldrich), los compuestos adsorbidos fueron separados y detectados empleando gas chromatography with flame ionization detection (Agilent Technologies 6820 GC System). La identificación de los aldehídos se realizó por comparación con estándares y su cuantificación por normalización de áreas. Las TBARS fueron cuantificadas por medición de su absorbancia a 532 nm (Thermo Scientific Evolution 600 UV/Vis).
La evaluación de la AA de los extractos en CBM fue efectuada siguiendo el procedimiento descrito previamente por Castro-Vargas y colaboradores [40]. La BM fue sometida a molienda hasta obtener un pate, luego se adicionó a porciones independientes de éste cada uno de los extractos o el TBHQ (200 mg/kg BM) y se sometieron a cocción hasta alcanzar una temperara interna de 65 ± 1 °C (obtención de CBM). Muestras control fueron preparadas de igual forma pero sin adición de extractos o antioxidante. Un grupo de muestras de CBM, sin antioxidantes, fueron sometidas a análisis inmediato (día cero) y las otras (adicionadas con los extractos, TBHQ y control) fueron almacenadas a 4 °C por 9 días (cada grupo involucró seis replicas). El efecto de los extractos y el TBHQ para retardar la oxidación lipídica en CBM fue determinada por cuantificación de los HP y las TBARS, los resultados son presentados como porcentaje de inhibición de la formación de cada uno estos productos (Eq. 1), entre los días cero y nueve. Los HP fueron determinados por el método de dienos conjugados, mientras que las TBARS fueron cuantificadas por medición de su absorbancia a 532 nm.
Evaluación de la actividad citotóxica (CA)
La evaluación de la CA se desarrolló de acuerdo con la metodología de Escobar y colaboradores [41, 42]. El estudio se realizó empleando líneas celulares de crecimiento adherente en monocapa, aisladas de diferentes tumores humanos: A-549 (adenocarcinoma de pulmón), HT-29 (adenocarcinoma colorrectal), MDA-MB-231 (adenocarcinoma de mama) y PC-3 (carcinoma de próstata). Todas las líneas se mantuvieron en frascos de cultivo celular de 75 cm2 a 37 ºC y en medio RPMI-1640 (Sigma-Aldrich) suplementado con 10% de Suero Fetal Bovino (FBS) (Gibco) y antibióticos (penicilina 100 U/mL y estreptomicina 100 &µg/mL, Gibco), una humedad relativa del 100% y en atmósfera de CO2 al 5%. Todas las líneas fueron tratadas de forma independiente con cada uno de los extractos y el efecto citotóxico de éstos fue evaluado mediante el ensayo de reducción de la resazurina.
Los tratamientos fueron preparados a partir de cada uno de los extractos, éstos fueron disueltos en dimetilsulfóxido (DMSO) y se prepararon diluciones seriadas de 125, 12.5 y 1.25 &µg/mL, en medio de cultivo. La concentración final del DMSO en cada tratamiento fue de 0.2%w/w. El control positivo del ensayo fue realizado con Taxol® (Paclitaxel) en disoluciones seriadas (0.5 a 50000 nM). La inocuidad del DMSO en el medio fue evaluada en tres concentraciones seriadas (1:10). Para cada línea, las células en fase de crecimiento exponencial fueron tripsinizadas (tripsina 0.025% y EDTA 0.03% por 5 min a 37 ºC), contadas en cámara de Neubauer (por el método de exclusión del azul de Trypan) y sembradas a 3500 células por pozo en placas de 96 pozos con fondo plano. Las placas se incubaron por 24 h a 37 ºC para permitir la adhesión al soporte y transcurrido este tiempo la monocapa celular fue expuesta durante 72 h a los tratamientos. La AC fue cuantificada por medio del ensayo de reducción de la resazurina, para esto el medio y los tratamientos fueron remplazados por 100 &µL de medio con resazurina a una concentración final de 44 &µM, luego las placas se incubaron por 4 h a 37 ºC. Posteriormente, la fluorescencia emitida por las células viables o metabólicamente activas, se cuantificó usando un espectrofluorímetro (TECAN GENios) a una longitud de onda de excitación de 535 nm y de emisión de 595 nm. Las unidades de fluorescencia emitidas por las células tratadas se transformaron a porcentajes de supervivencia normalizando con las unidades de fluorescencia emitidas por las células control (células sin tratamiento). En cada caso se observó la respuesta celular en función de la concentración de los tratamientos evaluados.
Análisis estadístico
Los análisis estadísticos fueron realizados empleando el software R versión 3.3.3. Un análisis de varianzas de una vía (ANOVA) fue usado para identificar diferencias en TPC y TFC presentes en los extractos obtenidos a partir de cada residuo. El ANOVA de una vía también fue usado para establecer el efecto de cada extracto y el TBHQ sobre la formación de HP, hexanal, nonanal y TBARS (%inhibition) en OE y CBM (cada variable y alimento de forma independiente). Se realizó un análisis de correlación de Pearson con el objetivo de evidenciar la relación entre TPC y TFC presente en los extractos y su eficiencia para inhibir la formación de HP, hexanal, nonanal y TBARS (%inhibition) en OE y CBM (cada variable y alimento de forma independiente). Todos los análisis fueron realizados considerando un 95% de confianza.
Contenido total de fenoles y contenido total de flavonoides
En la tabla 2 se presentan los resultados correspondientes a la determinación del TPC y TFC presentes en los extractos obtenidos a partir de los residuos industriales de mango (var Colombia y Tommy Atkins), papaya, guayaba y piña. El mayor TPC fue observado en el extracto obtenido a partir de TME (3553.19 mgAG/100 g), seguido por los extractos de CME, PyS, PyE, CMSC y TMSC (1838.38, 1288.11, 1184.39, 723.0 y 581.35 mgAG/100 g, respectivamente), mientras que los extractos provenientes de CMSK, TMSK, GS y PE presentaron el menor TPC. Respecto al TFC, se observó que el extracto de CMSC mostró el mayor contenido de estos compuestos (57.48 mgquer/100 g), seguido por los extractos de TME y PyS (26.04 y 23.24 mgquer/100 g, respectivamente). El más bajo TFC fue observado en los extractos de TMSK y PE.
Estudios previos han reportado valores de TPC en TME entre 2032 y 20005 mgAG/100 g [43], intervalo en el que se encuentra el valor observado en el presente trabajo. Por otra parte, Morais y colaboradores han reportado valores de TPC en PyE y PyS (753.96 y 67.95 mgAG/100 g, respectivamente) notablemente inferiores a los observados en nuestro trabajo, aunque el TFC reportado para PyS fue superior (102.94 mgquer/100 g) [44]. Respecto a la composición química de mango var Colombia, Corrales y colaboradores caracterizaron la pulpa de este fruto y reportaron valores de TPC y TFC (217,6 mg AG/100 g pulpa y 81.6 mg catequina/100 g pulpa) [45] los cuales discrepan de los evidenciados para CME. Estas diferencias entre los valores de TPC y TFC observados en el presenta trabajo y los reportados en la literatura pueden ser explicadas en función de las diferencias en los métodos de extracción empleados, como también el origen de las biomasas.
En la tabla 3 se presentan los coeficientes de Pearson entre TPC y TFC, estos indican que no existe una correlación significativa entre la cantidad total de compuestos fenólicos y la cantidad totales de flavonoides presentes en los extractos. Este resultado puede ser explicado considerando que los compuestos fenólicos presentes en los extractos pueden ser muy variados, no exclusivamente flavonoides, lo que conduce a respuestas diferentes en su cuantificación.
Los resultados citados indican que los residuos generados por el procesamiento industrial del mango (particularmente TME, CME, TMSC y CMSC) y la papaya son fuentes importantes de compuestos fenólicos, los cuales son reconocidos por su efecto antioxidante y variadas propiedades biológicas. Al respecto, en las siguientes secciones se presentaran los resultados obtenidos en la evaluación de la AA y CA de los extractos obtenidos y se discutirá su correlación con los valores de TPC y TFC antes descritos.
Actividad antioxidante
En la tabla 4 se presentan los resultados correspondientes a la evaluación de la AA en EO y CBM de los diferentes extractos y el antioxidante TBHQ, éstos son mostrados como %inhibition de la formación de los productos de oxidación lipídica (HP, hexanal, nonanal y TBARS) y su coeficiente de variación (%CV). La mayor eficiencia para retardar la oxidación del EO fue presentada por el extracto de PyS, la adición de éste a EO redujo la formación de HP en 56%, la producción de hexanal y nonanal en 41 y 90%, respectivamente, mientras que la formación de TBARS fue inhibida en 73%. Los extractos obtenidos a partir de PE y CME también mostraron una buena AA, éstos redujeron la formación de HP en 62 y 51%, respectivamente, la formación de TBARS en 69 y 56%, respectivamente, y controlaron de forma significativa la producción de nonanal (%inhibition = 75%). Sin embargo, dichos extractos presentaron baja eficiencia para reducir la formación de hexanal (%inhibition = 28%). Estos resultados muestran que los extractos de PyS, PE y CME poseen compuestos antioxidantes capaces de inhibir la oxidación lipídica en EO en sus diferentes etapas, dado que mantuvieron controlada la formación de productos primarios de oxidación (HP) y su conversión a productos secundarios y finales (hexanal, nonanal y TBARS). En comparación con el antioxidante sintético TBHQ, los extractos de PyS, PE y CME presentaron una mayor eficiencia para inhibir la producción de hexanal, nonanal y TBARS, este es un resultado bastante importante teniendo en cuenta que estas sustancias poseen una alta peligrosidad sobre la salud de los consumidores [46, 47]. Lo anterior sugiere que los extractos de PyS, PE y CME pueden ser empleados como sustituyentes del TBHQ en la conservación de aceites comestibles. Por otra parte, los extractos obtenidos a partir de los residuos del mango var Tommy Atkins (TME, TMSC y TMSK), las semillas de mango var Colombia (CMSC y TMSK), las semillas de guayaba (GS) y el epicarpio de papaya (PyS) presentaron efecto prooxidante sobre la formación de hexanal, éste se presenta en la tabla 4 con valores negativos de % inhibition.
Recientemente nuestro grupo de investigación realizó la identificación inequívoca del benzylglucosinolate (BG) a partir de PyS, evidenciando que este compuesto posee un alto efecto inhibidor sobre la oxidación lipídica en EO [39]. Esto sugiere que la AA observada para el extracto de PyS debe estar relacionada con la presencia del BG. Es de resaltar que el BG, y en general los glucosinolatos, son compuestos químicos conocidos por sus múltiples efectos biológicos benéficos, por tanto, la adición del extracto de PyS a EO como antioxidante podría proporcionarle a éste un carácter funcional.
Respecto a la AA en CBM, en la tabla 2 se observa que los extractos de CME, CMSK y PyS presentaron la mayor eficiencia para inhibir la oxidación lipídica, éstos inhibieron la producción de HP entre 64 y 66%, mientras que la formación de TBARS fue atenuada entre 65 y 68%. El ANOVA indica que no existen diferencias significativas en los %inhibition de la formación de HP y TBARS correspondientes a las muestras de CBM adicionadas con los extractos antes citados, es decir que éstos poseen una AA similar. Algunos extractos (p.e. TMSC y TMSK) mostraron ser bastante eficientes para atenuar la formación de HP, mientras que otros (p.e. PE) fueron eficientes para inhibir la formación de TBARS. Los extractos de CME, CMSK, PyS y PE mostraron una mayor habilidad para atenuar la formación de TBARS en CBM en comparación con lo observado para el TBHQ. Es de resaltar que las TBARS están asociadas al sabor oxidado y rancio en productos cárnicos procesados iguales o similares a CBM (embutidos, hamburguesas, paté y otros) [48], considerando los resultados obtenidos en este trabajo, los residuos industriales de mango var Colombia (CME y CMSK), papaya (PyS) y piña (PE) son fuentes viables de antioxidantes capaces de retrasar y atenuar dichos sabores desagradables en productos cárnicos y al mismo tiempo incrementar su vida útil.
En la tabla 3 se presentan los coeficientes de correlación de Pearson entre TPC, TFC y los %inhibition de la formación de HP, hexanal, nonanal y TBARS en EO y CBM. Se observa que en EO, TPC posee una correlación positiva significativa con la inhibición de la formación HP, aunque no presenta correlación con la inhibición de la formación de hexanal, nonanal, y TBARS. Esto indica que entre mayor sea el TPC en los extractos mayor será su eficiencia para atenuar la formación de HP (productos iniciales de oxidación lipídica), sin embargo, TPC no es factor relevante en la reducción de la formación de hexanal, nonanal y TBARS (productos secundarios y finales de oxidación lipídica). Respecto a TFC este mostró una correlación positiva significativa con la inhibición de la formación de TBARS en EO, sugiriendo que los flavonoides presentes en los extractos son compuestos relevantes en la reducción de la formación de productos secundarios y finales de oxidación en EO. Finalmente, se evidencia una correlación positiva significativa entre TPC y la inhibición de la formación de TBARS en CBM.
Los resultados obtenidos indican que los residuos generados por el procesamiento industrial de algunas frutas de alto consumo en Colombia son fuentes de extractos con AA en alimentos como EO y CBM. Particularmente los residuos generados a partir de mango var Colombia (CME), papaya (PyS) y piña (PE) proporcionaron extractos bastante eficientes para reducir la oxidación lipídica en ambos alimentos, superando la efectividad mostrada por el TBHQ (antioxidante usado por la industria alimentaria colombiana). Teniendo en cuenta el panorama anterior, la obtención de antioxidantes a partir de dichos residuos se presenta como una alternativa viable para su uso y aprovechamiento, y al mismo tiempo una opción para la industria alimentaria en la conservación de sus productos.
Actividad citotóxica
En la Fig. 1 se presentan los resultados de sensibilidad de las diferentes líneas celulares frente al Taxol® (en varios niveles de concentración) agente antineoplásico empleado en clínica y usado en este trabajo para verificar la sensibilidad de las células. Se observa que todas las líneas mostraron sensibilidad al Taxol® dependiente de la concentración, evidenciándose una tasa de supervivencia nula a la concentración más alta.
La inocuidad del DMSO, empleado como vehículo para la preparación de los extractos, fue evaluada con el fin de evidenciar su posible interferencia en los análisis realizados, al respecto, se evidenció que la concentración usada (0.2%w/w) no interfiere con los resultados de los ensayos de CA. Respecto a la CA de los extractos, se observó que los obtenidos a partir de CME, TME, TMSC, TMSK, PyE, PyS, GS y PE no tuvieron efecto sobre la proliferación celular de las líneas tumorales empleadas, ya que en todos los casos el porcentaje de supervivencia celular se mantuvo alrededor de 100%, independientemente de la concentración de extracto empleado. Por el contrario los extractos provenientes de CMSK y CMSC presentaron actividades moderadas; el extracto obtenido a partir de CMSK fue citotóxico frente a la totalidad de las líneas tumorales evaluadas (Fig. 2), mientras que el obtenido a partir de CMSC mostró actividad frente a HT-29, MDA-MB-231 y PC-3 (Fig. 3). Sin embargo, dicha CA solo fue observada a la mayor concentración empleada de los extractos (125 µg/mL). Reportes previos han mostrado que el extracto etanólico del kernel de mango (var Waterlily) posee CA sobre las líneas celulares de mama MCF-7 (IC50: 15 µg/mL) y MDA-MB-231 (IC50: 30 µg/mL), sin presentar niveles de toxicidad en las células sanas (MCF-10A) [32].
El fruto del mango ha sido identificado como fuente de extractos y compuestos con propiedades anticarcinogénicas y antiproliferativas. Estas propiedades han sido relacionadas con compuestos de naturaleza fenólica presentes en el epicarpio, la pulpa y la semilla [49]. Entre los compuestos fenólicos se destacan ácidos fenólicos, flavonoides y galatotaninos, al respecto, es posible que la CA observada para el extracto de CMSC esté relacionada con su alto contenido de flavonoides (tabla 2). Noratto y colaboradores evaluaron el potencial antiproliferativo de extractos de naturaleza polifenólica a partir de la pulpa de diferentes variedades de mango sobre líneas celulares de mama (MDA-MB-231), leucemia (Molt-4), pulmón (A-549), próstata (LnCap) y colon (SW-480) [50]. La línea de mayor sensibilidad fue SW-480 y la actividad del extracto fue asociada a un incremento sobre la expresión de RNAm de los biomarcadores pro-apoptóticos y reguladores del ciclo celular, así como a una disminución en la generación de especies reactivas de oxígeno. Asimismo, se ha establecido que compuestos derivados del ácido gálico, como los galotaninos (galoil-glucósidos), están presentes en el epicarpio y kernel del mango. Compuestos de esta naturaleza han exhibido efectos antiproliferativos contra cáncer de mama (MDA-MB-231), hígado (HepG2) y leucemia (HL-60) y esta propiedad ha sido asociada a la actividad antioxidante, la cual afecta los mecanismos inflamatorios asociados al desarrollo del cáncer [51]. Por otra parte, se han estudiado los efectos de las interacciones (aditividad, sinergismo y antagonismo) entre ácidos hidroxicinámicos, hidrobenzoícos y sus derivados, estableciéndose efectos importantes sobre la inducción a la diferenciación y la apoptosis celular en líneas tumorales de colon, hígado, próstata, mama y pulmón [52].
Los resultados obtenidos muestran que los residuos provenientes del procesamiento industrial de mango var Colombia (epicarpio y semillas), papaya (semillas) y piña (epicarpio) son fuentes importantes de extractos con actividad antioxidante en alimentos o efecto citotóxico sobre líneas celulares tumorales. Se estima que en Colombia la producción industrial de estos residuos corresponde entre el 15 y 20% fw del fruto procesado, es decir, aproximadamente entre 400 y 1600 ton de biomasas son generadas por año. Esta es una cantidad significativa de biomasas que debería ser aprovechada.
Los residuos generados por el uso industrial de mango var Colombia, papaya y piña son fuentes de extractos con actividad antioxidante en alimentos o efecto citotóxico sobre líneas celulares tumorales. Los extractos obtenidos a partir PyS, CME, CMSK y PE mostraron efecto protector contra la oxidación lipídica en EO o CBM, estos redujeron la formación de los productos de oxidación de forma significativa, alcanzando valores de %inhibion hasta del 90%. La AA observada para los extractos crudos antes citados fue superior a la correspondiente para el antioxidante sintético TBHQ, particularmente su eficiencia para inhibir la formación de productos secundarios de oxidación. Se evidenció que la presencia de compuestos fenólicos en los extractos posee correlación con su eficiencia para reducir la formación de HP en EO y TBARS en CBM, mientas que la presencia de flavonoides se correlaciona con la atenuación de la producción de TBARS en EO. Por otra parte, los extractos obtenidos a partir de las semillas de mango var Colombia (cubierta y kernel) mostraron efecto citotóxico sobre las líneas celulares exploradas cuando fueron empleados en su máxima concentración. Este efecto probablemente está asociado a la presencia de compuestos fenólicos. Considerando lo anterior, la obtención de sustancias antioxidantes y bioactivas se presenta como una alternativa viable para el aprovechamiento y valorización de los residuos generados por la industria procesadora de frutas en Colombia.
Acknowledgments
The authors thank to the Dirección de Investigación Bogotá (DIB) at the Universidad Nacional de Colombia (Project: 201010021085), for the financial support, also to Pulpafruit S.A. and Alimentos SAS S.A. for vegetable samples and Duquesa S.A. for the edible oil samples.
Compliance with Ethics Standards
Conflict of interest The authors declare no conflict of interest.
Human or Animal Context This article does not contain any studies with human or animal subjects.
1. Lasekan, O., Abbas, K.A.: Distinctive Exotic Flavor and Aroma Compounds of some Exotic Tropical Fruits and Berries: A Review. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 52, 726–735 (2012). doi:10.1080/10408398.2010.507910
2. Maróstica Jr., M.R., Pastore, G.M.: Tropical Fruit Flavour. In: Berger, R.G. (ed.) Flavours and Fragrances: Chemistry, Bioprocessing and Sustainability. pp. 189–201. Springer-Verlag Berlin Heidelberg, Hannover (2007)
3. Carasek, E., Pawliszyn, J.: Screening of Tropical Fruit Volatile Compounds Using Solid-Phase Microextraction (SPME) Fibers and Internally Cooled SPME Fiber. J. Agric. Food Chem. 54, 8688–8696 (2006). doi:10.1021/jf0613942
4. Septembre-Malaterre, A., Stanislas, G., Douraguia, E., Gonthier, M.P.: Evaluation of nutritional and antioxidant properties of the tropical fruits banana, litchi, mango, papaya, passion fruit and pineapple cultivated in Réunion French Island. Food Chem. 212, 225–233 (2016). doi:10.1016/j.foodchem.2016.05.147
5. Rinaldo, D., Fils-Lycaon, B., Mbéguié-A-Mbéguié, D.: Antioxidant activity of tropical fruits as related To their polyphenol, vitamin C and carotenoid contents: A review. Acta Hortic. 1040, 261–268 (2014). doi:10.17660/ActaHortic.2014.1040.36
6. Poovarodom, S., Haruenkit, R., Vearasilp, S., Ruamsuke, P., Gorinstein, S., Leontowicz, H., Leontowicz, M., Namiesnik, J., Trakhtenberg, S.: Nutritional and pharmaceutical applications of bioactive compounds in tropical fruits. Acta Hortic. 984, 77–86 (2013)
7. Araújo, C.L., Bezerra, I.W.L., Dantas, I.C., Lima, T.V.S., Oliveira, A.S., Miranda, M.R.A., Leite, E.L., Sales, M.P.: Biological activity of proteins from pulps of tropical fruits. Food Chem. 85, 107–110 (2004). doi:10.1016/j.foodchem.2003.06.010
8. Food and Agriculture Organization of United Nations: Value of Agricultural Production. Fruit, tropical fresh nes, http://www.fao.org/faostat/en/#data/QV
9. Miranda-Lasprilla, D.: Estado actual de fruticultura colombiana y perspectivas para su desarrollo. Rev. Bras. Frutic. Volume esp, 199–205 (2011). doi:http://dx.doi.org/10.1590/S0100-29452011000500023
10. ASOHOFRUCOL: Balance y proyecciones del sector hortifrutícola. Frutas Hortalizas. Rev. la Asoc. Hortifrutícola Colomb. 33, 11–14 (2014)
11. dos Santos, E.K.R., Azoubel, P.M., Gouveia, E.R.: Better Pectin Yield From Passion Fruit Peel (Passiflora edulis f. flavicarpa): From Shaker or Ultrasound? A Comparison. Waste and Biomass Valorization. (2016). doi:10.1007/s12649-016-9611-4
12. Garcia-Garcia, G., Woolley, E., Rahimifard, S., Colwill, J., White, R., Needham, L.: A Methodology for Sustainable Management of Food Waste. Waste and Biomass Valorization. 1–19 (2016). doi:10.1007/s12649-016-9720-0
13. Rezaeian, S., Pourianfar, H.R.: A Comparative Study on Bioconversion of Different Agro Wastes by Wild and Cultivated Strains of Flammulina velutipes . Waste and Biomass Valorization. 1–12 (2016). doi:10.1007/s12649-016-9698-7
14. Zacharof, M.-P.: Grape Winery Waste as Feedstock for Bioconversions: Applying the Biorefinery Concept. Waste and Biomass Valorization. (2016). doi:10.1007/s12649-016-9674-2
15. Pathak, P.D., Mandavgane, S.A., Kulkarni, B.D.: Valorization of Pomegranate Peels: A Biorefinery Approach. Waste and Biomass Valorization. (2016). doi:10.1007/s12649-016-9668-0
16. Panda, S.K., Mishra, S.S., Kayitesi, E., Ray, R.C.: Microbial-processing of fruit and vegetable wastes for production of vital enzymes and organic acids: Biotechnology and scopes. Environ. Res. 146, 161–172 (2016). doi:10.1016/j.envres.2015.12.035
17. Pathak, P.D., Mandavgane, S.A., Kulkarni, B.D.: Fruit peel waste as a novel low-cost bio adsorbent. Rev. Chem. Eng. 31, 361–381 (2015). doi:10.1515/revce-2014-0041
18. Asyifah, M.R., Lu, K., Ting, H.L., Zhang, D.: Hidden potential of tropical fruit waste components as a useful source of remedy for obesity. J. Agric. Food Chem. 62, 3505–3516 (2014). doi:10.1021/jf5007352
19. El-Mergawi, R., Al-Humaid, A., El-Rayes, D.: Phenolic profiles and antioxidant activity in seeds of ten date cultivars from Saudi Arabia. Food, Agric. Environ. 14, 38–43 (2016)
20. Mouratoglou, E., Malliou, V., Makris, D.P.: Novel Glycerol-Based Natural Eutectic Mixtures and Their Efficiency in the Ultrasound-Assisted Extraction of Antioxidant Polyphenols from Agri-Food Waste Biomass. Waste and Biomass Valorization. 1–11 (2016). doi:10.1007/s12649-016-9539-8
21. Omena, C.M.B., Valentim, I.B., Guedes, G. da S., Rabelo, L.A., Mano, C.M., Bechara, E.J.H., Sawaya, A.C.H.F., Trevisan, M.T.S., da Costa, J.G., Ferreira, R.C.S., Sant"Ana, A.E.G., Goulart, M.O.F.: Antioxidant, anti-acetylcholinesterase and cytotoxic activities of ethanol extracts of peel, pulp and seeds of exotic Brazilian fruits. Antioxidant, anti-acetylcholinesterase and cytotoxic activities in fruits. Food Res. Int. 49, 334–344 (2012). doi:10.1016/j.foodres.2012.07.010
22. Norshazila, S., Syed Zahir, I., Mustapha Suleiman, K., Aisyah, M., Kamarul Rahim, K.: Antioxidant Levels and Activities of Selected Seeds of Malaysian Tropical Fruits. Mal. J. Nutr. 16, 149–159 (2010)
23. Guo, C., Yang, J., Wei, J., Li, Y., Xu, J., Jiang, Y.: Antioxidant activities of peel, pulp and seed fractions of common fruits as determined by FRAP assay. Nutr. Res. 23, 1719–1726 (2003). doi:10.1016/j.nutres.2003.08.005
24. Bagattoli, P.C.D., Cipriani, D.C., Mariano, L.N.B., Correa, M., Wagner, T.M., Noldin, V.F., Cechinel-Filho, V., Niero, R.: Phytochemical , Antioxidant and Anticancer Activities of Extracts of Seven Fruits Found in the Southern Brazilian. Indian J. Pharm. Sci. 78, 34–40 (2016). doi:10.4103/0250-474X.180239
25. Gupta, P., Bhatnagar, I., Kim, S.-K., Verma, A.K., Sharma, A.: In-vitro cancer cell cytotoxicity and alpha amylase inhibition effect of seven tropical fruit residues. Asian Pac. J. Trop. Biomed. 4, S665–S671 (2014). doi:10.12980/APJTB.4.2014B433
26. Rojas, R., Contreras-Esquivel, J.C., Orozco-Esquivel, M.T., Muñoz, C., Aguirre-Joya, J.A., Aguilar, C.N.: Mango Peel as Source of Antioxidants and Pectin: Microwave Assisted Extraction. Waste and Biomass Valorization. 1–9 (2015). doi:10.1007/s12649-015-9401-4
27. Mutua, J.K., Imathiu, S., Owino, W.: Evaluation of the proximate composition, antioxidant potential, and antimicrobial activity of mango seed kernel extracts. Food Sci. Nutr. 1–9 (2016). doi:10.1002/fsn3.399
28. Araujo, K.L.G. V, Magnani, M., Nascimento, J.A., Souza, A.L., Epaminondas, P.S., Souza, A.L., Queiroz, N., Souza, A.G.: Antioxidant activity of co-products from guava, mango and barbados cherry produced in the Brazilian northeast. Molecules. 19, 3110–3119 (2014). doi:10.3390/molecules19033110
29. Sultana, B., Hussain, Z., Asif, M., Munir, A.: Investigation on the Antioxidant Activity of Leaves, Peels, Stems Bark, and Kernel of Mango (Mangifera indica L.). J. Food Sci. 77, 849–852 (2012). doi:10.1111/j.1750-3841.2012.02807.x
30. Timsina, B., Nadumane, V.K.: Mango seeds?: a potential source for the isolation of bioactive compounds with anti-cancer activity. Int. J. Pharm. Pharm. Sci. 7, 89–95 (2015)
31. Ediriweera, M.K., Tennekoon, K.H., Samarakoon, S.R., Thabrew, I., De Silva, E.D.: Induction of Apoptosis in MCF-7 Breast Cancer Cells by Sri Lankan Endemic Mango (Mangifera zeylanica) Fruit Peel through Oxidative Stress and Analysis of its Phytochemical Constituents. J. Food Biochem. (2016). doi:10.1111/jfbc.12294
32. Abdullah, A.-S.H., Mohammed, A.S., Abdullah, R., Mirghani, M.E.S., Al-Qubaisi, M.: Cytotoxic effects of Mangifera indica L. kernel extract on human breast cancer (MCF-7 and MDA-MB-231 cell lines) and bioactive constituents in the crude extract. BMC Complement. Altern. Med. 14, 199 (2014). doi:10.1186/1472-6882-14-199
33. Faisal, R.S., Raju, C. V., Lakshmisha, I.P., Rajkumar, R.S., Saba, K.K.: Comparative studies on antioxidant and antimicrobial properties of grape and papaya seed extracts using in-vitro studies. Int. J. Pharma Bio Sci. 6, 812–823 (2015)
34. Salla, S., Sunkara, R., Ogutu, S., Walker, L.T., Verghese, M.: Antioxidant activity of papaya seed extracts against H2O2 induced oxidative stress in HepG2 cells. LWT – Food Sci. Technol. 66, 293–297 (2016). doi:10.1016/j.lwt.2015.09.008
35. Hernández-Acosta, M.A., Castro-vargas, H.I., Parada-Alfonso, F.: Integrated Utilization of Guava (Psidium guajava L.): Antioxidant Activity of Phenolic Extracts Obtained from Guava Seeds with Supercritical CO2-Ethanol. J. Braz. Chem. Soc. 22, 2383–2390 (2011)
36. Castro-Vargas, H.I., Rodríguez-Varela, L.I., Ferreira, S.R.S., Parada-Alfonso, F.: Extraction of phenolic fraction from guava seeds (Psidium guajava L.) using supercritical carbon dioxide and co-solvents. J. Supercrit. Fluids. 51, 319–324 (2010). doi:10.1016/j.supflu.2009.10.012
37. Hosu, A., Cristea, V.-M., Cimpoiu, C.: Analysis of total phenolic, flavonoids, anthocyanins and tannins content in Romanian red wines: prediction of antioxidant activities and classification of wines using artificial neural networks. Food Chem. 150, 113–8 (2014). doi:10.1016/j.foodchem.2013.10.153
38. Chang, C., Yang, M., Wen, H., Chern, J.: Estimation of Total Flavonoid Content in Propolis by Two Complementary Colorimetric Methods. J. Food Drug Anal. 10, 178–182 (2002)
39. Castro-Vargas, H.I., Baumann, W., Parada-Alfonso, F.: Valorization of agroindustrial wastes: Identification by LC-MS and NMR of benzylglucosinolate from papaya (Carica papaya L.) seeds, a protective agent against lipid oxidation in edible oils. Electrophoresis. 37, 1930–1937 (2016). doi:10.1002/elps.201500499
40. Castro-Vargas, H.I., Benelli, P., Ferreira, S.R.S., Parada-Alfonso, F.: Supercritical fluid extracts from tamarillo (Solanum betaceum Sendtn) epicarp and its application as protectors against lipid oxidation of cooked beef meat. J. Supercrit. Fluids. 76, 17–23 (2013). doi:10.1016/j.supflu.2012.10.006
| Página siguiente |