Hibridación y comparación de la F1 con sus progenitores en tres cultivares de quinua (Chenopodium quinoa Willd.) en Puno, Perú (página 2)

Por las razones expuestas, en el presente trabajo de investigación se planteó los siguientes objetivos:

• Híbridar el cultivar Pasankalla, con los cultivares Salcedo-INIA y Choclo.
• Comparar el tamaño de grano de la F1 con sus progenitores de grano grande y grano pequeño.
• Equiparar la longitud de panoja entre la F1 y sus progenitores.
• Confrontar el diámetro de panoja de la F1 con sus progenitores.
• Comparar la precocidad de la F1 con sus progenitores.

2. REVISIÓN DE LITERATURA

2.1 Cultivares de quinua (Chenopodium quinoa Willd)

Los cultivares de quinua considerados para el presente trabajo de investigación fueron:

2.1.1 Pasankalla

Gonzales (1979) describe a este cultivar en la última fase fenológica de la siguiente manera: periodo vegetativo de 157 días, 73.7 cm de altura de planta, 25.0 g de biomasa aérea, panoja glomerulada de 24.4 cm de longitud, 3.5 cm de diámetro, 15.5 g de peso por panoja, 35 glomérulos por panoja y con rendimiento de 10.4 g de grano por panoja, 2180 kg/ha (grano), y 3488 kg/ha (broza), 2.2 mm de tamaño de grano y de forma lenticular.

2.1.2 Salcedo INIA

Ballena (2000) afirma que este cultivar Salcedo INIA, se obtuvo por selección surco panoja a partir de la introducción de material genético de la cruza de las variedades "Real Boliviana" x "Sajama". Material genético introducido a través del Programa Nacional de Cultivos Andinos, en el año de 1989, inicialmente se procedió a seleccionar plantas adecuadas, para las condiciones agroecológicas de las áreas dedicadas al cultivo de quinua en el departamento de Puno, en las pruebas de rendimiento, estabilidad fenotípica, comprobación y producción de semilla básica 1989 a 1995. Esta variedad es de grano grande de 1.8 a 2.0 mm de diámetro, de color blanco, panoja glomérulada, densidad intermedia, 70 cm de longitud de panoja, periodo vegetativo de 160 días (precoz), con rendimientos de 10.8 g de grano por panoja, 2500 kg/ha (a nivel experimental), resistente a heladas (-20C) y es tolerante al mildiú.

2.1.3 Choclo

Este cultivar fue adquirido por el autor del presente trabajo de investigación de la feria dominical de Chucuito (Puno), en el año 2002; este cultivar es conocido por los agricultores de Chucuito con el nombre vulgar de "Choclo", la cual se asemeja a la raza Potosí que describe Tapia et al (1979), de la siguiente manera: es una raza que se cultiva tanto en el departamento de Potosí (Bolivia) como a lo largo del valle de Sicuani en el Departamento del Cuzco (Perú). Probablemente tiene su origen en Potosí por la enorme variación observada. En Bolivia se encuentra en las regiones de Don Diego, Chinoli, Puna y Lequezana y en el Perú en La Raya, Sicuani, Maranganí y Urubamba. Los números típicos de colección son 784, 803, 805, 808, 818, 1185. Hábito ramificado con la panoja bien diferenciada. Plantas de alturas variables de 80 a 130 cm y de colores rojo, púrpura y verde. Hojas romboidales con pocos dientes o sin ellos, de 5 a 8 cm de largo y de 4 a 7 cm de ancho. Inflorescencia amarantiforme casi siempre con ramificaciones de los glomérulos de 3 a 6 cm de largo y de 10 a 18 mm de diámetro. Semillas amargas, con el pericarpio rojo, amarillo y blanco y grano de tamaño pequeño, mediano y grande.

2.2 Morfología y anatomía de los órganos reproductores de la quinua

Según Cornejo (1976) describe de la siguiente manera:

Características de la flor. Flores incompletas, desprovistas de sépalos, conformada por una corola tépalo-sepaloide generalmente constituida por tres piezas florales.

Estructura de los tépalo-sepaloides. Dos epidermis envuelven a un mesófilo integrado por células poliédricas y haces libero-leñosos, presentan coloración verde amarillenta debido a los cloroplastos epidérmicos.

Estructura de los estambres: a) Presentan un filamento cuyo corte transversal muestra un parénquima rodeado de una epidermis, y que contiene un haz líbero-leñoso, b) Son amarillo intenso cuando están maduras. Se realizaron cortes transversales en anteras aún jóvenes cuando apenas mostraban coloración, ya que no se rompen fácilmente al hacer la preparación microscópica. Comprende de tres partes: 1) una epidermis que envuelve a toda la antera; 2) cuatro sacos polínicos agrupados dos a dos, fusionados por uno de sus lados, constituyendo una cámara polínica. Dos o tres capas de células limitan cada saco portador de grano de polen. La capa periférica o mecánica, envuelve la cara externa de cada uno de los sacos polínicos, las membranas de sus células muestran unos engrosamientos lignificados por su cara interna y lateral, mientras que la externa se muestra delgada y de naturaleza celulósica; 3) Un haz líbero-leñoso central, englobado dentro de un parénquima que viene a ser la prolongación del filamento.

Estructura de los granos de polen. Los cortes son difíciles de practicar, porque, cada uno de ellos se compone de una célula recubierta por dos membranas (la exina, membrana exterior, coloreada, gruesa y resistente, muestra aberturas o poros, pequeñas asperezas en su borde externo, constituido por esporopolenina; la interior o interina, delgada y continua, se halla inmediatamente después de la exina, constituye el fondo de los poros, que posteriormente durante la fecundación se convertirá en tubo polínico, está constituido por pectina; y un citoplasma denso, que contiene: un núcleo vegetativo grueso y otro reproductor, más pequeño, cada uno de los cuales poseen cromosomas).

Estructura de los carpelos. Al desarrollar el ovario, se transforma en fruto, por ello, para estudiar la estructura del ovario, cortamos transversalmente el ovario en vías de transformarse en fruto. En el espesor de la pared, se puede observar: una epidermis provista de estomas, un parénquima en el se hallan dispersos haces libero-leñosos, uno de ellos situado en la línea media de la hoja, en lado opuesto a la soldadura; otros dos, a ambos lados de la cicatriz abultada de la placenta y otros más (una epidermis interna y dos tejidos conductores, o bandas de células nutritivas, que discurren a ambos lados de la soldadura, por el interior del ovario). En resumen, el ovario presenta la estructura de una hoja, cuyos bordes engrosados y soldados uno con otro, soportan dos bandas del tejido conductor.

Estilo. La sección transversal del estilo, ofrece un aspecto casi circular, y muestra: una epidermis y un parénquima que contiene un haz líbero-leñoso y un tejido conductor, que es prolongación del ovario.

Estigma. Es el ensanchamiento del tejido conductor en la parte superior del estilo, en su superficie posee unas células que se desarrollan constituyendo unas papilas, las cuales segregan un líquido viscoso que las recubre por completo.

Óvulo. Constituido de la siguiente manera:

Constitución externa. Cortando transversalmente un ovario se observa un solo lóculo o cámara, el que contiene un solo óvulo unido a la placenta, por un cordón o pedúnculo, el funículo, que parte de un punto llamado hilio. Dos tegumentos, uno externo o primina y otro interno o secundina, recubren el óvulo por todas partes, excepto por el micrópilo.

Constitución interna. Parte interior de los tegumentos, el parénquima del óvulo contiene el saco embrionario, que es un conjunto de masas citoplasmáticas, cada una de las cuales envuelve a un núcleo. Dos de estos conjuntos, integrados por núcleo y protoplasma, desempeñan un papel fundamental en la transformación del óvulo en semilla. Son los siguientes: la oosfera o gameto femenino, situado junto al micrópilo y el núcleo secundario, situado en el centro del saco embrionario, existen otras células, denominadas sinérgidas y antípodas las que se desintegran durante la ovulación, los tegumentos se une a la nucecilla u óvulo en la región denominada chalaza, por donde un haz líbero-leñoso, procedente de la placenta, se divide y penetra en la primina, este óvulo de la quinua presenta un tipo campilotrópico o anfítropo que se reconoce por la curvatura de su región intermedia que hace se aproxime del hilio y la chalaza.

2.3 Biología floral

Lescano (1994) fundamenta que en la quinua primero se empezó a estudiar la biología floral, por lo tanto se tienen más avances, lo cual ha permitido, afinar y mejorar, principalmente la hibridación. Erquinigo (1970) estudió la biología floral en los genotipos Real de Bolivia y Chewecca de Orurillo, Perú, donde observa una marcada ginomonoicia, seguida de androesterilidad, la mayoría de las flores presentan autogamia, seguida de marcada alogamia, con presencia de flores pístiladas que aperturan las posibilidades de alogamia. Ignacio y Vera (1976) observaron que la máxima intensidad de floración se presentó a las 10:00 a.m. (26.62%), medio día (37.87%) y a las 2:00 p.m. (27.88%); donde se considera entre las 10:00 a.m. y 2:00 p.m. como horas más adecuadas para la realización de cruzamientos artificiales.

2.4 Formula floral

Cornejo (1976) indica para el cultivo de quinua, de la siguiente manera: flor sésil-hipogina-con tépalos sépaloides. Su formula es:

2.5 La mejora como actividad

Según Cubero (2003), el material vegetal lo constituye tanto las formas cultivadas como las silvestres relacionadas con ellas:

• Los productos de la labor del agricultor y del mejorador que en el principio, fueron una misma cosa son: razas locales, variedades modernas, variedades sintéticas, híbridos y clones;
• las formas de las que aquellas derivan: especies o razas silvestres o espontáneas, malas hierbas compañeras;
• los materiales de todo tipo de los que extraer caracteres útiles y por tanto, teniendo en cuenta el éxito de la aplicación de las técnicas de ingeniería genética, cualquier material biológico.

2.6 Las operaciones básicas de la mejora

Cubero (2003) establece que las fundamentales son la selección y el cruzamiento a las que recientemente se ha añadido la ingeniería genética. En ellas se incrementaron diversas técnicas, todas ellas creadas en el siglo XX y generalmente descritas en los textos de mejora como "técnicas especiales", para crear nuevas fuentes de variación: mutación inducida, cambios cromosómicos, y genómicos y cultivo de tejidos. He aquí, también brevemente descritos, los métodos básicos de mejora:

Selección simple (masal). Consiste en elegir las mejores plantas de una población que se mezclan para constituir la generación del año siguiente. La selección simple admite infinitas variantes, normalmente aplicadas en combinación con el cruzamiento. Tiene por inconveniente principal: si la forma deseada no esta en la población de partida, la selección es inútil.

Cruzamiento. Se utiliza cuando no disponemos de ninguna población en la que seleccionar el tipo buscado. Debemos entonces combinar en una misma variedad caracteres de varios orígenes, o simplemente introducir en nuestro material caracteres de otras variedades, incluso de otras especies que admiten las posibilidades de cruzamiento con la nuestra.

Ingeniería genética. Método reciente de mejora. Consiste en la introducción de un gen de una especie a otra sin recurrir al cruzamiento, junto a los métodos básicos anteriores o, mejor dicho, imbricados en ellos, existen una serie de técnicas de antaño tenidas por especiales, no teniendo tal consideración por ser de aplicación común; son:

Mutación inducida. Hasta la llegada del manejo del ADN en laboratorio fue la única fuente de nuevos genes. Se han utilizado mutágenos físicos (los más importantes han sido los rayos X, gamma y UV) aunque ahora se prefiere mutágenos químicos de baja toxicidad como el EMS (etil metasulfonato). Su mayor inconveniente radica en que va acompañada de mutaciones indeseables que hay que eliminar, pues no se ha conseguido el sueño dorado de conseguir con mutágenos ad hoc, la mutación dirigida.

Manipulación cromosómica. Pueden señalarse la duplicación de cromosomas de una especie con sustancias como la colchicina, la obtención de aneuploides y de cambios estructurales en el cromosoma. La primera (poliploidización) permite obtener variedades de una especie con distinto número cromosómico o bien auténticas nuevas especies mediante la duplicación de los cromosomas de un híbrido interespecífico, consiguiéndose, pues, un aloploide.

Cultivo in vitro. Procedimiento eficaz de clonación para plantas que no se propagan así de forma natural y proporciona nuevas técnicas de gran valor. He aquí las más conocidas: cultivo de anteras (en realidad, de granos de polen) o de microsporas, lo que proporciona haploides del material en estudio y, mediante la duplicación del complemento cromosómico, líneas puras de forma directa facilitando la mejora de especies poliploides; fusión de protoplastos para obtener híbridos somáticos entre variedades de una especie o entre especies distintas, y selección in vitro, por ejemplo para detectar resistencia a una toxina o a un estrés ambiental (salinidad, por ejemplo). El cultivo de tejidos es, además, esencial para hacer viable el uso en Mejora Vegetal de las técnicas de ingeniería genética.

2.7 Métodos de mejoramiento en las especies con autofecundación

Poehlman (1992) menciona sobre los principales métodos para crear nuevas variedades de las especies de autofecundación son: a) introducción, b) selección y c) hibridación. Una consideración que debe recordarse en el mejoramiento de las especies de autofecundación es que en el campo se puede cultivar un gran número de plantas diferentes genéticamente unas al lado de las otras con reproducción natural.

2.5.1 Hibridación

En el método de hibridación para el mejoramiento de especies autofecundadas se cruzan dos variedades, se seleccionan en las descendencias segregantes. Las plantas en las cuales se combinen los caracteres deseables de los progenitores, para su multiplicación y prueba. Mediante hibridación se pueden combinar las mejores características de las variedades progenitoras en una línea pura que se reproduzca idéntica a sí misma. Además de combinar características visibles de los progenitores por hibridación, también es posible seleccionar plantas de la progenie de una cruza, que puedan ser superiores a los progenitores en características de naturaleza cuantitativa, como el rendimiento, el peso específico de los granos, la tolerancia a bajas temperaturas, o la paja más resistente, cuya herencia está determinada por genes múltiples. En el método de hibridación para el mejoramiento de las especies autofecundadas, las variedades progenitoras se polinizan por cruzamiento artificial. La polinización cruzada artificial es relativamente fácil en el caso de los cereales menores que tienen órganos florales grandes. Es más laborioso en especies como la soja, que tienen flores de menor tamaño. La técnica del cruzamiento consiste en la remoción de las anteras antes de que el polen se derrame y sea diseminado, colectando polen viable del progenitor masculino y llevándolo al estigma de la planta emasculada. Los procedimientos exactos para la emasculación y recolección de polen varían según la especie, requiriéndose por lo tanto un absoluto conocimiento de los hábitos de floración de la especie con que se está trabajando. En algunas especies autofecundadas, como la cebada por ejemplo, el proceso de emasculación se puede eliminar mediante el uso de plantas con esterilidad masculina que tienen anteras estériles y que no producen polen. Si las variedades progenitoras de una cruza son líneas puras, todas las plantas de cada variedad serán homozigóticas e idénticas (Poehlman, 1992).

Reyes (1985) indica que este método consiste en el apareamiento controlado de individuos genéticamente diferentes. Elliott (1964) señala que la hibridación proporciona el medio por el cual se efectúa nuevas recombinaciones, ahora debemos considerar a la hibridación que emplea el fitotécnico para acelerar o mejorar los procesos naturales en el desarrollo de nuevas variedades para usos específicos.

Emasculación. Allard (1980) menciona sobre otras técnicas de emasculación, como la exposición de las flores al calor, o al frío, o a compuestos químicos tales como el alcohol. Estas técnicas se basan en el hecho de que el polen es generalmente más sensible a las condiciones ambientales desfavorables que el estigma. Se puede encontrar un tiempo de exposición que destruya la viabilidad del polen sin dañar excesivamente los órganos florales importantes; cuando se utiliza la temperatura como agente emasculante, el procedimiento general será sumergir las flores en agua mantenida en la temperatura apropiada en una botella de boca ancha termoestable. Otra técnica para evitar la emasculación a mano es el empleo de la succión, por este método se elimina el polen adherido al estigma. En la actualidad se reconoce la efectividad de la emasculación genética por genes androésteriles y esta técnica probablemente se utilizará más en el futuro.

Se utiliza el método de agua caliente sumergiendo la panicula del arroz en agua de un termo a 40o a 44oC durante 10 minutos. Las panículas que están en el tercer o cuarto día de floración son las que se utilizan como progenitores femeninos. Aproximadamente una hora antes de la floración normal, se dobla el tallo para introducir la panícula dentro del agua (cuidadosamente para evitar su rotura). El termo puede sostenerse en un recipiente de forma de la antera, a un ángulo de unos 35 grados para evitar pérdidas de agua. Para producir esterilidad masculina genética o citoplásmica en el algodón se ha sugerido un método para inducir un alto grado de esterilidad masculina aplicando en aspersión a las plantas un gametocida químico, dicloroisobutirato de sodio, varias semanas antes de la floración. La utilización de este método requiere mayor estudio (Poehlman, 1992). Los gametocidas son subsustancias químicas (ácido giberelico, hidracidas, isoburatos, etc.) que destruyen la formación o la fertilidad del polen. Hasta ahora no los hay buenos (es decir no producen androesterilidad perfecta o causan fitotoxicidad), pero en el futuro puede cambiar la situación dado el interés económico en obtenerlos (Cubero, 2003).

Polinización. Brauer (1986) afirma que una vez que se ha hecho la castración de alguna manera, se procede a colectar el polen y se lleva artificialmente a los órganos femeninos cuando se quieren hacer cruzamientos entre individuos en particular. Reyes (1985) describe que este método consiste en el apareamiento controlado de individuos genéticamente diferentes, y el estudio de la progenie, asociando la endogamia o consanguinidad durante el proceso. Se usará la siguiente nomenclatura: si A es un progenitor femenino (♀) y B es un progenitor masculino (♂), los hijos de la primera (F1) y segunda (F2) generación se indica conforme al siguiente esquema:

Allard (1980) afirma que las polinizaciones deben hacerse a mano; pero en algunos casos se utilizan insectos polinizadores. Se necesitan cierto tipo de cajas para poner los insectos deseados en contacto con las plantas que se han de cruzar y excluir otros polinizadores, esta técnica se utilizó con éxito en cebollas donde los polinizadores fueron moscas, con trébol rojo, usando abejas como vectores y en otras especies. Poehlman (1992) menciona que en la planta de arroz la polinización se lleva a cabo un día después de la emasculación.

Significación genética del método de polinización. Poehlman (1992) indica que las plantas que normalmente se autofecundan difieren su composición genética de las plantas que normalmente son de polinización cruzada. Es normal que las plantas de las especies con autofecundación sean homocigotas. Esta suposición puede hacerse debido a que: a) los pares homozigóticos (AA o aa) permanecen homozigóticos después de la autofecundación; b) los pares de genes heterozigóticos (Aa), segregan produciendo genotipos homozigóticos y heterozigóticos en iguales proporciones. Mediante las autofecundaciones, la heterosis disminuye en una mitad en cada autofecundación sucesiva. En realidad una población mixta de una especie de autofecundación es una mezcla de genotipos homozigóticos. Si los genotipos homozigóticos individuales se aíslan y se multiplican, cada uno produce una población pura. Pueden aparecer plantas heterozigotas en una población homozigota, de una especie autógama por polinización cruzada natural o por mutaciones, pero estas progenies de plantas heterozigotas segregan rápidamente de nuevo en genotipos que se reproducen dando descendencias idénticas a sí mismos.

2.8 Genética y herencia

Indudablemente la quinua es la especie mejor adaptada a las condiciones semiáridas y frías del altiplano peruano-boliviano, donde la producción de alimentos tiene especial importancia para soportar una población creciente, tanto rural como urbana. El conocimiento de la herencia de algunos caracteres tan simples como el color de la planta, que son independientes del rendimiento, es de enorme importancia para la producción comercial de la quinua, a fin de prevenir mezclas en el campo que pueden afectar la calidad del grano. Por ejemplo, para evitar la contaminación de las quinuas dulces con las silvestres que son amargas, puede ser conveniente la producción de variedades rojas, porque de este modo se podrían eliminar en los campos de producción de semilla certificada las plantas silvestres que son de color verde con raras excepciones. La herencia de los caracteres anotados se ha empezado a estudiar, es mucho lo que queda por investigar, si se trata de comparar con los conocimientos que se tienen sobre la genética de otras especies como el trigo, la papa, el algodón, el sorgo o cualquier otra que se cultiva en el hemisferio norte. La quinua presenta una gran variación en cuanto a color de la planta y del fruto, no solamente por la diversidad sino también por el contraste. Son igualmente variables la altura sobre el nivel del mar en que se cultiva, y su adaptación a las diferentes condiciones ambientales típicas de los Andes. La altitud para el cultivo comercial varía desde el nivel del mar a 4000 msnm, la temperatura media entre 10o a 20oC y la precipitación pluviométrica de 200 a 800 mm (Tapia et al., 1979).

2.8.1 Genética de la quinua

Fenotipo y genotipo. Según Cubero (2003) describe un ejemplo de fenotipo y genotipo de la siguiente manera: El individuo A homocigoto para AA tendrá sus flores rojas; aa las tendrá blancas. A la manifestación del genotipo en forma de carácter visible le llamamos (fenotipo). Así pues, a un genotipo AA le corresponde un fenotipo "flor roja", y al genotipo aa un fenotipo "flor blanca". IICA et al. (2005) afirman que la expresión de los caracteres de una planta, es decir, aquello que se puede ver o medir (peso, color, rendimiento, precocidad, resistencia), se llama fenotipo. El fenotipo es el resultado de las influencias interactivas del genotipo (totalidad de los genes) y del ambiente; Cubero (2003) menciona que cuando varios genotipos se expresan de diferente manera en distintos ambientes se dice que hay interacción genotipo-ambiente. Es obvio que siempre existirá si los ambientes son muy extensos, pues no se conoce genotipo alguno de ninguna especie que se comporte de igual forma en el Circulo Polar Ártico y en la selva tropical. Ver Figura 1.

Figura 1. Fenotipo de la planta

El genotipo fija el potencial de la planta. Un mal manejo o un clima desfavorable no permite de aprovechar este potencial al máximo. Por otro lado, ni el mejor manejo puede llegar a resultados buenos, si el genotipo no ofrece el potencial suficiente. El genotipo es la totalidad de los genes, que se encuentran en los cromosomas. Un gen sometido a mutaciones en el transcurso de tiempo, puede tener diferentes estados. Estos estados se llaman alelos. Como la quinua es un tetraploide, un gen puede tener en la misma planta 4 diferentes alelos del mismo gen, uno en cada uno de los 4 genomios. Los alelos pueden reaccionar dominante, recesivo o aditivo. Si los 4 alelos de un gen son idénticos, la planta es homocigótica para éste carácter. Si un alelo o más son diferentes, la planta es heterocigótica para éste carácter El color rojo de la planta es dominante sobre el color púrpura y este a su vez es dominante sobre el verde. La forma glomerulada de la panoja domina sobre la forma amarantiforme. El carácter amargo del grano es dominante sobre el carácter dulce. Axilares pigmentados dominan sobre axilares normales. El grano normal es dominante sobre el grano Chullpi (perisperma cristalino). La fertilidad masculina domina sobre la androesterilidad. El color negro del grano es dominante sobre cualquier otro color (IICA et al., 2005).

Los cromosomas. IICA et al. (2005) mencionan que los cromosomas se encuentran en el núcleo celular y son los portadores de los genes y por ende de la sustancia hereditaria. La quinua cultivada tiene 36 cromosomas, repartidos en 4 genomios con el número básico de x = 9 cromosomas, es decir, la quinua es un tetraploide, con 4x = 36 cromosomas. Como esta tetraploidia es el resultado, de un cruce de dos diferentes especies diploides (con 2n = 18), la quinua es más específicamente un alotetraploide con 2n=4x=36 cromosomas.

2.8.2 Herencia de algunos caracteres

Las investigaciones sobre la heredabilidad de caracteres en la quinua son escasas, sin embargo, se destaca los trabajos conducidos por (Mujica, 1988). El citado autor estudió los parámetros genéticos y ha construido una serie de índices de selección en la quinua. Determinó la heredabilidad del carácter rendimiento y algunos caracteres considerados componentes del rendimiento. La variable días a la floración es la que presenta la heredabilidad más alta entre los caracteres estudiados, siendo esta de 0.82 y el de menor heredabilidad, el rendimiento (Cuadro 1)

Cuadro 1. Heredabilidad, correlaciones, varianzas y covarianzas genotípicas y fenotípicas del rendimiento y siete variables correlacionadas con el rendimiento.

* y ** significación al 0.05 y 0.01 respectivamente

h2 :Heredabilidad

rg y rp :Correlación genotípica y fenotípica

VG y VP : Varianza genotípica y Varianza fenotípica

VGG y VPP : Covarianza genotípica y fenotípica

Fuente: Mújica, 1988

IICA et al. (2005) mencionan que, para realizar con éxito programas de fitomejoramiento es indispensable conocer la herencia de los caracteres a ser mejorados. En el Cuadro 2 (Herencia de algunos características fenotípicas y genotípicas) se presentan los conocimientos obtenidos hasta el momento sobre el comportamiento hereditario de algunas características de la quinua.

Cuadro 2. Herencia de algunas características fenotípicas y genotípicas.

Herencia del color de la planta. Las plantas de quinua se pueden agrupar en base a tres colores básicos: rojo, púrpura y verde. La planta roja tiene el tallo, las hojas y panoja rojos; la púrpura tiene este color en las hojas apicales y la panoja, aunque algunas veces cuando están entrando a la madurez se tornan amarillas; finalmente, la verde tiene el tallo, las hojas y la panoja verdes (Tapia et al., 1979).

2.9 Métodos de mejoramiento en quinua y cañihua

Lescano (1994) afirma que todavía falta mucho por conocer sobre el comportamiento biológico de la quinua, y peor aún de la cañihua, se vienen practicando mecanismos de mejoramiento con ciertas variaciones para ser aplicadas a estos granos.

2.9.1 Mejoramiento por hibridación

Gandarillas y Tapia (1976) citado por Lescano (1994) fundamenta que este método empleado en quinua, se inicia en la estación experimental de Patacamaya (Bolivia) y donde se obtiene la variedad dulce Sajama. El método presenta buenas perspectivas, para el mejoramiento principalmente referentes a rendimiento, tamaño de grano, contenido de saponina, resistencia a enfermedades y otras características agronómicas. Tapia et al (1979) afirman que este método exige mantener las recomendaciones normales para la identificación de los progenitores, fechas de castración, polinización y los operadores, los mismos que deben registrarse en las respectivas tarjetas. Asimismo, es necesario la ubicación de las plantas madres en el campo para la identificación en el momento de la cosecha.

Técnicas de hibridación o cruzamiento. Según Lescano y Palomino (1976) establecen una metodología para realizar los cruzamientos intervarietales en quinua, para lo cual proponen realizar los siguientes pasos cuidadosos:

Siembra. Dado que no todas las variedades y ecotipos llegan a la floración, producción de polen viable y estigma receptivo en una misma fecha, es necesario realizar siembras escalonadas de 8 días, de tal manera que en un determinado momento se tenga disponibilidad de polen viable y estigma receptivo.

Determinación del momento para recolección de polen. Esta operación debe ser realizada cuando en la panoja las flores estén en antesis y los granos de polen en el momento de dehiscencia. La panoja es introducida en una bolsa de papel de tamaño adecuado y se sacude con cuidado; el polen recolectado es guardado en estufa, placas petri a una temperatura de 15°C, debidamente identificado. La hora de recolección más apropiada es a medio día y cuando la temperatura ha subido.

Castración. Es una operación de sumo cuidado. Se recomienda los pasos siguientes:

• Ubicar una panoja en donde no se haya producido la antesis en ninguna flor;
• eliminar los glomérulos mal formados y dentro de los que quedan, las flores poco desarrolladas;
• con la ayuda de una aguja, eliminar los estambres (tecas), haciendo presión hacia arriba, de tal manera no se dañe el estigma;
• después de cada castración desinfectar la aguja con alcohol al 49%.

Una vez terminada las castraciones todos los glomérulos, la panoja debe ser embolsada, con bolsas de papel glassine, cerrando la boca con un clip, e inmediatamente identificar la planta con una tarjeta con las indicaciones ya conocidas para el caso de cruzamiento (fecha, nombre del operador, número de planta madre).

Esta operación debe ser hecha en las primeras horas de la mañana o últimas de la tarde y hasta cuando la luz natural a uno se lo permita. Como la quinua tiene flor pequeña, es necesario el auxilio de una lupa o lupas de aumento adecuadas. La polinización puede ser hecha inmediatamente después de la castración.

Para cruzar, se cortaron los glomérulos apicales de la inflorescencia hasta quedar con dos o tres bien localizados. En estos glomérulos se hicieron, todas las mañanas, las castraciones respectivas hasta que terminó la antesis que por lo general no dura más de 7 días (Tapia et al., 1979).

Determinación del momento de polinizar. Es cuando el estigma se encuentra receptivo, es reconocido por presentar un aspecto brillante. Si el estigma presenta puntos opacos, estos deben ser eliminados.

Polinización. A partir de las 9:00 de la mañana a 2:00 de la tarde, con la ayuda de un pincel muy delgado y fino, se realiza la polinización aplicando el polen recolectado en las cápsulas, de acuerdo a los progenitores previamente previstos o establecidos. Esta operación no se recomienda realizarla cuando se tiene ligeros movimientos de aire (vientos leves). Una vez polinizado y pasadas varias pinceladas con el polen, se vuelve a embolsar, para luego anotar en la tarjeta correspondiente con los datos indicados anteriormente. Tapia et al. (1979) incluían que se poliniza con un pincel de pelo de camello.

Desembolsado. Esta operación se recomienda realizarla una vez que el resto de la planta ha terminado totalmente la polinización, dando un margen de seguridad de unos 15 días.

Cosecha. La cosecha debe ser hecha por separado, una vez que la panoja presente los síntomas característicos de la maduración, debe ser aislada para efectuar su siega y secado en forma individual, una vez seca la panoja, la trilla se hará a mano o con la trilladora de laboratorio en forma independiente, panoja por panoja, este material debe ser identificado por cruzamiento, panoja, línea empleada y cosechada (cada planta debe tener su etiqueta, para determinar el material con que se trabaja). Para su comprobación debe ser sembrada en líneas bien separadas para realizar las correspondientes selecciones, de acuerdo al método determinado.

2.9.2 Evaluación del híbrido

Tapia et al. (1979) describen detalladamente las hibridaciones en quinua, menciona que existen varios caminos para mejorar el material híbrido proveniente de los cruzamientos en las plantas de autofecundación y las plantas de polinización frecuentemente cruzadas. Estos caminos dependen del método a seguirse o de su combinación, del tipo específico del material que se cruce y aún de los fondos que se dispongan para estos fines.

De acuerdo a la experiencia lograda en la Estación Experimental de Patacamaya (Bolivia), se considera que después de la quinta generación de autofecundación, la homocigosis se estima en un 94% y en la octava generación en 99% de homocigosis. En la práctica, esta homocigosis se puede alcanzar de la cuarta a la sexta generación, donde ya puede ser considerado como "línea pura". La multiplicación de la F1 es igual a cualquier otra línea, pero es necesario sembrar a los padres con el fin de determinar si las plantas son provenientes del cruzamiento y no de simples autofecundaciones. La experiencia de Patacamaya, demuestra que no se consigue más del 50% de cruces, por la dificultad para emascular al mismo tiempo todas las flores hermafroditas, debido al prolongado periodo de floración en el mismo glomérulo.

2.9.3 Hibridación intervarietal

Lescano (1994) afirma que uno de los primeros logros, en hibridaciones intervarietales en quinua, es la variedad Sajama, por Gandarillas y Tapia, en 1976. El trabajo preliminar realizado en el banco de germoplasma de quinua de la Estación Experimental de Patacamaya (Bolivia), condujo a la conclusión de que el carácter dulce se encuentra solamente entre las muestras de grano pequeño, cuyo diámetro no sobrepasa los 1.6 mm. En cambio se observó que las variedades de grano grande, siempre son amargas.

La variedad Sajama proviene del cruzamiento de la línea amarga número 547, del grupo de la Real por la línea número 559 que fue recolectada en las inmediaciones de la Estación ya mencionada. La línea Real se caracteriza por ser una planta robusta, inflorescencia de color púrpura y el grano de 2.2 mm de diámetro. La línea dulce tiene la panoja compacta de tipo glomérulo, con grano mediano de 1.6 mm de diámetro y buen rendimiento. Esta línea fue distribuida comercialmente con el nombre de Illimani.

En las generaciones F2, F3, F4 y F5 se efectuaron selecciones rigurosas, tomando en cuenta el vigor de la planta, tamaño de grano, resistencia a Peronospora effusa y básicamente por el grano dulce. Como quiera que este último carácter sea recesivo, la selección de la planta de grano en la generación F2, fue muy fácil. En la generación F6, la línea 43 resulta ser poseedora de los caracteres buscados en el cruzamiento, habiéndose denominado como la variedad Sajama.

3. MATERIALES Y MÉTODOS

El trabajo de investigación se dividió en dos etapas:

• En la primera etapa se realizó la hibridación y;
• la segunda etapa consistió en comparar la F1 con sus progenitores.

3.1 Lugares de ejecución

3.1.1 Primera etapa (hibridación)

Esta etapa se efectuó en dos lugares: las cruzas simples se realizaron a la intemperie en la comunidad campesina de Jurinsaya Añiago, distrito de Tirapata, provincia de Azángaro (Campaña agrícola 2003-2004) y las cruzas recíprocas se realizaron en el invernadero del Laboratorio de Control de Semillas (campaña agrícola 2004-2005) junto a la segunda etapa.

3.1.2 Segunda etapa (comparación de la F1 con sus progenitores)

La continuación del trabajo de investigación, se condujo en el invernadero del Laboratorio de Control de Semillas, ubicado en la Ciudad Universitaria, Facultad de Ciencias Agrarias, de la UNA-Puno, Perú

3.2 Características del suelo

El análisis del suelo se efectuó en el Laboratorio de Suelos, Plantas, Aguas y Bromatología de la Universidad Nacional del Altiplano-Puno, Facultad de Ciencias Agrarias; los resultados de las dos etapas se muestra en la Tabla 1.

Tabla 1. Análisis físico y químico del suelo experimental de la primera y segunda etapa.

3.3 Instalación y ejecución del experimento

3.3.1 Material experimental

Semillas de los progenitores: Pasankalla, Salcedo-INIA y Choclo; y la F1: Salcedo-INIA x Pasankalla (Pasaleo) y Pasankalla x Choclo (Pacholeo) procedentes de Azángaro, Puno, provenientes de las colecciones del autor.

3.4 Conducción del experimento

3.4.1 Primera etapa

Para realizar la hibridación en esta etapa, se estudió en la intemperie los cultivares desde la campaña agrícola 2000-2001 hasta 2003-2004, que a continuación se índica:

Introducción. Se introdujo en la campaña agrícola 2000-2001, 21 cultivares de quinua, a medida que pasaron los años se introdujeron más variedades, para determinar su capacidad de adaptación de cada cultivar, en la campaña agrícola 2003-2004, se logró seleccionar 72 cultivares.

Adaptación. Después de realizar la introducción se procedió a estudiar la adaptación, se llegó a la conclusión de que los cultivares Pasankalla y Salcedo-INIA, resultan muy adaptables al lugar, con buen rendimiento, resistentes a la sequía y helada; conservando sus características fenotípicas. El cultivar Choclo se introdujo en la campaña agrícola 2002-2003, el cual resultó en la campaña agrícola 2003-2004 poco resistente a la sequía y helada, pero sus características fenotípicas se mantienen estables.

Técnicas de cruzamiento o hibridación. Después de realizar la introducción y estudiar la adaptación, se procedió a hacer las hibridaciones, siempre teniendo en cuenta la época de floración de cada cultivar, y esta técnica consta de los siguientes pasos:

Siembra. Se sembraron los tres cultivares en parcelas diferentes, es decir se efectuaron siembras escalonadas, para hacer coincidir la época de floración (apertura y antesis) de los cultivares de acuerdo a las investigaciones realizadas, se sembró la segunda parcela después de 49 días, porque las variedades precoces y tardías, se diferencian aproximadamente en ese periodo de tiempo.

Selección de progenitores. Se seleccionaron los mejores fenotipos de cada cultivar como progenitores y dentro de éstos, se procedió a seleccionar flores que aún no estaban en antesis.

Eliminación de glomérulos con flores inmaduras. Se hizo con la finalidad, de tener sólo las flores seleccionadas para realizar las cruzas. En esta tarea también se eliminó flores inmaduras y autofecundadas, en la planta madre o progenitor femenino (Foto 4).

Emasculación. Después de haber cortado la parte apical de la panoja, eliminado glomerulos con flores inmaduras, flores autofecundadas y algunas hojas, se procedió a eliminar las anteras de las flores seleccionadas y sin antesis, cuidando de no eliminar anteras y brotes con superficies húmedas, porque, en este labor se produce heridas, las cuales son vías para la introducción de patógenos (Foto 1).

Colección de polen. Se coleccionaron de las plantas con características deseables. La colección de polen, se realizó en días con cielo despejado y calurosos, con temperaturas aproximadas de 14 a 16 oC (intemperie) y 20 a 29 oC (invernadero), porque en estas condiciones los granos de polen son muy finos y dehiscentes. Ver Foto 2.

Polinización y repolinización. La polinización también se efectuó en días calurosos y con cielo despejado, con temperaturas aproximadas de 14 a 16 oC, sin presencia de viento, porque estas perjudican la polinización óptima (intemperie) y 20 a 29 oC (invernadero), porque la superficie de la estigma a estas temperaturas se vuelve viscosa o grasosa y atrapa con facilidad el grano de polen, y este emerge con facilidad asegurándose así una fecundación exitosa. Y la repolinización se realizó cada 2 días, hasta que estén cerrados los tepaloides que se notan en días calurosos, (hasta lograr la fecundación). Ver Foto 3.

Embolsado de la panoja. Esta labor se realizó con la finalidad de proteger las flores polinizadas artificialmente, de los insectos polinizadores y viento; porque a veces la polinización no es efectiva en la primera polinización. La bolsita de glassine fue sustituido por papel kanson o cebolla para la intemperie, porque este papel resiste a la lluvia y papel de cometa dentro del invernadero si el riego es por inundación o goteo, porque se remojan con la lluvia.

Eliminación de brotes. La eliminación de brotes se realizó cada 4 días a la intemperie, porque en ello influye, la profundidad de suelo afecta en que los brotes de glomérulos sean bastantes; y cada 7 días en invernadero, porque el brote de los glomérulos, es mínimo debido a la limitada profundidad de suelo, en macetas. La eliminación de brotes es importante, para evitar la confusión entre las semillas híbridas y las autofecundadas.

Etiquetado. Después de polinizar y embolsar, se anotó el nombre de los progenitores, fecha de emasculación, fecha de polinización, nombre del operador, número de planta hibridada y el número de flores polinizadas por planta. Cada planta se etiquetó con etiquetas codificadas.

Desembolsado de la panoja. Se realizó cuando todas las flores cruzadas estaban ya fecundadas. Cuando las plantas estaban en la fase fenológica de grano lechoso.

Cosecha. Se efectuó una vez que las plantas hayan alcanzado su madurez fisiológica y estas se reconocen cuando las hojas inferiores se tornan amarillentas y caedizas dando un aspecto característico a toda la planta, así mismo el grano al ser presionado entre las uñas presenta resistencia; en la cosecha se realizó las siguientes fases:

• Siega o corte;
• secado de panojas;
• trillado;
• secado de granos;
• almacenamiento.

Siega o corte. Se efectuó mediante el uso de segadoras conocido también como hoz

Secado de panojas. Esta labor se ejecutó para que el trillado o golpeo se realice con mucha facilidad.

Trillado. Consistió en la separación del grano del pedúnculo floral con mucho cuidado, se realizó con las manos grano por grano.

Secado de granos. Una vez trillados los granos se realizó el secado, exponiéndolos a la radiación solar, dos horas, hasta que las semillas tengan una humedad aproximada de 10 a 12 %.

Almacenamiento. Las semillas híbridas se procedió a almacenar en un lugar seguro empleando envases de polietileno.

3.4.2 Segunda etapa

En la Figura 2, se muestra el flujograma de la segunda etapa, se realizó en la campaña agrícola 2004-2005.

Figura 2. Flujograma de la comparación de la F1 con sus progenitores.

Preparación de macetas. Se procedió hacer macetas de plástico de color negro cuyas medidas fueron: 28 cm de altura x 18 cm de ancho.

Preparación de sustrato. Se utilizó tierra que en los años anteriores se sembró zanahoria y cebolla. Se mezcló tierra más arena en una proporción de 2:1.

Llenado de macetas con sustrato. Luego de preparar el sustrato se procedió a llenar las macetas, la cantidad de 4.5 kg de sustrato para cada maceta, a una altura de 22.0 cm.

Humedecimiento del sustrato. Se humedeció el sustrato en las macetas, para que las semillas de las malezas emerjan para eliminarlas en seguida.

Deshierbo.Se realizó cuando emergieron las malezas después de humedecer el sustrato, se tenía como malezas importantes en este cultivo a las siguientes especies:

• – Bidens pilosa "amor seco" "Chiriro"
• – Medicago hispida "trébol carretilla"
• – Poa annua "pasto o ccacho"

• Bromus uniloides "cebadilla"

• – Erodium cicutarium "auja auja"
• – Trifolium amabile "layo"
• – Tagetes mandonii "chicchipa"
• – Brassica campestris "nabo silvestre"

Esta labor se realizó para evitar la competencia entre cultivo y maleza, fundamentalmente por agua, luz, nutrientes y suelo (espacio); así mismo las malezas son más vivaces, soportan mejor las condiciones adversas y son hospederas de plagas, el número de deshierbos dependió de la población de malezas que tenía el cultivo, se realizó el primer deshierbo cuando las plantas de quinua tenían 10 cm de altura (a los 20 a 25 días de la siembra); el segundo deshierbo se realizó cuando las plantas tenían una altura de 30 a 35 cm.

Semillas de la F1 y progenitores. Las semillas de la F1 y progenitores, se logró en la primera etapa del proyecto (campaña agrícola 2003-2004); y se conservaron con mucho cuidado para la segunda etapa del proyecto.

Siembra. Luego de eliminar las malezas emergidas se procedió a sembrar, se puso una (1) sola semilla por maceta. La siembra se realizó en cuatro bloques completos al azar; se sembraron las semillas de la F1 y de los progenitores, todas en las mismas condiciones.

Abonamiento. Después de sembrar se procedió a abonar con humus de lombriz, se aplicó un puñado de humus (35 g) por maceta.

Riego. Después de abonar se procedió a regar, lentamente por aspersión evitando que las semillas de quinua floten. La cantidad aplicada por planta o maceta fue 300 ml de agua en cada riego.