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Ecología y evolución de hantavirus en el Cono Sur de América (página 3)


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PATOGENIA

El roedor huésped una vez infectado, secreta y elimina el virus por prolongados períodos probablemente durante toda su vida. (Mc Caughey y Hart, 2000).

Al parecer la presencia del virus en el huésped no provoca ninguna desventaja en su sobrevivencia ni de ningún efecto perjudicial o de adecuación reproductiva. Así, infecciones experimentales con virus SN en Peromyscus maniculatus no afectaron la función respiratoria aun bajo condiciones de baja presión atmosférica (O'Connors y col., 1997). Sin embargo, existen informes que han sido controvertidos ya que autores han señalado cambios histopatológicos asociados a la infección en Peromyscus leucopus con virus NY (presencia de células monucleares y edema del septum alveolar) como parte de un posible modelo animal (Lyubsky y col., 1996) y en Peromyscus maniculatus (Netski y col., 1999).

El hombre y animales diferentes al reservorio natural son huéspedes incidentales (camino sin salida) y sin ninguna importancia en la transmisión o evolución de los hantavirus (Mc Caughey y Hart, 2000).

La disfunción vascular parece ser el principal daño que desencadena tanto en la FHSR como en el SPH derivado de la interacción con la beta- 3- integrinas que regulan la permeabilidad vascular y la función de las plaquetas (McCaughey y Hart, 2000). Los principales cambios histopatológicos encontrados en el SPH son seudo neumonitis intersticial con congestión, edema con características de trasudado e infiltración celular de mononucleares con áreas de formación de membrana hialina en un epitelio respiratorio intacto (Zaki y col., 1995). El rol de la respuesta inmune celular en la infección de hantavirus es compleja. Los hantavirus infectan las células sin causar ningún efecto citopático directo, gran número de linfocitos infiltrados se encontraron en biopsias de pacientes de FHRS y de SPH, además de una gran respuesta inflamatoria con células efectoras activadas y niveles altos de citoquinas, por lo que se ha sugerido que la respuesta inmune celular está involucrada en la patogénesis de la enfermedad (Kanerva y col., 1998). Por otro lado, la respuesta inmune celular también parece ser importante para la protección y eliminación de la infección viral, como fue observado en animales. La clarificación de esta paradoja, importante para el tratamiento, como para las medidas preventivas, requiere aun entender los mecanismos que operan en la respuesta protectiva y en la respuesta patológica.

Los estudios de seroprevalencia en Sudamérica mostraron porcentajes mayores que los encontrados en Norteamérica y la presencia de poblaciones nativas con alta seroprevalencia que alcanzó en algunos casos al 40% (Ferrer y col., 1998). Otros aspectos importantes de la infección por hantavirus en América del sur son la presencia de un mayor compromiso renal y manifestaciones hemorrágicas, las que se observan más frecuentemente (Schmaljhon y Hjelle, 1997).

Una de las características propias del virus AND, y también informada para el virus Maporal de roedores de Venezuela, es su capacidad de producir la muerte en hamsters, los que desarrollan una enfermedad histopatológicamente similar a la del humano (Hooper y col., 2001), diferenciándose marcadamente de otros hantavirus, y posiblemente estas características jugarían un rol crucial en la transmisión interhumana.

DIAGNÓSTICO

La principal herramienta diagnóstica es la prueba serológica. Prueba de ELISA (Enzymelinked- inmunoabsorbent assay) con antígeno recombinante u originario han sido desarrollados en una variedad de ensayos en formatos que incluyen captura para detección de los anticuerpos IgG y de IgM usando nucleocapside de proteínas de diferentes hantavirus (virus SN en Norteamérica, Feldmann y col., 1993), y AND en Sudamerica) (Padula y col., 2000a). La prueba de Elisa -IgG se ha adaptado para ser ejecutada en terreno utilizando como antígeno proteínas de la nucleocapside del virus Andes y en la detección de la unión antigeno anticuerpo correspondió a una anti -IgG Peromyscus leucopus y Anti Rat conjugada con peroxidasa (Edelstein, 2003) El uso del ensayo de tiras de diagnóstico inmunoblot (Western blot) con nucleoproteina del virus SN cuyo sistema de detección de la unión antígeno anticuerpo utiliza un anti IgG Peromyscus leucopus conjugada con fosfatasa. Es un método rápido para la prueba de anticuerpo para virus SN que puede ser utilizada en terreno y podría ser aplicada para otros virus (Hjelle y col., 1997). Ambos métodos se han utilizado para capturar roedores seropositivos vivos para la realización de experimentos de transmisión roedor a roedor en un bioterio natural construido siguiendo las indicaciones de Botten y col., 2001, pero adaptadas a las condiciones climáticas lluviosas del sur de Chile (Padula y col., en prensa). La experiencia adquirida en dicho trabajo durante tres años permite asegurar, que el Elisa modificado para terreno tiene mayores ventajas sobre el Western blot. En primer lugar se obtienen resultados sólo después de 3.5 horas, sin requerimiento de energía eléctrica, en cambio, el Western blot necesita entre 6 a 7 horas y además energía eléctrica para hacer funcionar un rotor de agitación. Se realizaron contramuestras de todas las muestras realizadas en terreno (460) en el Laboratorio de Referencia de la Universidad Austral de Chile con un 100% de coincidencia en los resultados, validándose la técnica para ser utilizada en cualquier investigación con población de roedores (Navarrete y col., 2002). Una importante y sensitiva prueba se ha desarrollado para detectar la infección en suero de roedor en el terreno mediante un inmunosensor amperométrico que utiliza inmunoelectrodos con resultados iniciales prometedores (Vetcha y col., 2002).

Otro método utilizado ampliamente dentro de las pruebas serológicas ha sido la inmunoflorecencia indirecta con virus originarios crecidos en células Vero E6 (Lee y col., 1978). Para la detección del virus y su caracterización, la técnica de mayor utilidad es la reacción en cadena de la polimerasa previa transcripción reversa (RT- PCR), la cual es altamente sensitiva y especifica (Nichol y col., 1993) por el poder que la aproximación molecular le otorga al diagnóstico viral (Mc Caughey y Hart, 2000).

El RNA viral es regularmente detectado en pacientes agudos hasta el día 35 después del inicio de los síntomas en sangres u órganos. Una región suficientemente conservada de la nucleoproteina N y una región que codifica para la glicoproteina G2 del segmento viral M son las que rutinariamente se amplifican por técnica de RTPCR para la detección genómica viral en sangre de pacientes con SPH, así como en órganos de roedores. La amplificación del segmento genómico S, es decir, la nucleoproteína permite conocer si se trata de hantavirus y la amplificación de G2 brinda una primera y rápida caracterización para conocer el origen o la confirmación geográfica del sitio de infección. Sin embargo, la caracterización de al menos los segmentos genómicos S y M completos se hace necesario para el completo entendimiento de las propiedades genéticas de un virus, las que a su vez permiten relacionar las propiedades biológicas distintivas asociadas (Padula y col., 2002b).

En estudios de contactos se reciben normalmente muestras antes del comienzo de los síntomas y durante un estudio se logró amplificar RNA viral en muestras de 7 días previos al inicio de la enfermedad es decir durante el período de incubación viral (Padula y col., 2000a).

Sin embargo, no se logró amplificar genoma viral en muestras de 10 y 26 días previos a la enfermedad. Estos resultados demuestran que esta poderosa tecnología puede ser utilizada para decidir tempranamente terapias antivirales. Para este fin es necesario recordar la importancia de la calidad de la muestra, especialmente en el cumplimiento de la cadena de frío, en el transporte y la utilización de tubos nuevos y estériles para la toma de la muestra dada la labilidad de la molécula de RNA.

En muestras de roedores, los mismos fragmentos genómicos mencionados anteriormente son rutinariamente amplificados en los animales con serología positiva, con el fin de caracterizar el virus circulante. En algunos de los roedores aunque serológicamente negativos, puede amplificarse RNA viral por estar en el período agudo de la infección y tener virus circulante (Suarez y col., 2003).*

PREVENCION Y CONTROL DE ROEDORES

Las características de la enfermedad SPH y el mayor conocimiento que se ha logrado han alertado a los organismos responsables de la salud pública sobre la necesidad de campañas de prevención que se sustentan en medidas básicas de limpieza e higiene, dado que se conoce que los hantavirus son virus envueltos susceptibles a la mayoría de los desinfectantes (cloro, detergentes o desinfectantes hogareños) (Mills y col., 2002). En lugares cerrados estos virus pueden permanecer viables hasta una semana, dependiendo de las condiciones del ambiente y quizás horas a la luz solar (Schmaljhon y col., 1999). Otro aspecto importante es mantener a los roedores alejados de los lugares de actividad humana y en este sentido existen métodos simples y económicos que han mostrado ser los más efectivos en prevenir la entrada de los roedores a las viviendas (Glass y col., 1997), lo que es clave, ya que en un reciente estudio, se demostró que si los roedores residentes se remueven de una vivienda sin prevenir la reentrada, casi inmediatamente son reemplazados por otros del exterior, por lo que simultáneamente es necesario cerrar el lugar para evitar la reinfestación (Douglass y col., 2003). Hay que tener presente, sin embargo, que la erradicación de los huéspedes reservorios de hantavirus no es posible ni deseable por su importancia en la funcionalidad de los ecosistemas naturales.

Hay disponible un extenso y detallado documento con recomendaciones para la prevención de la enfermedad por hantavirus que fue publicado recientemente por el CDC y puede ser consultado libremente en Internet**.

Las medidas más efectivas de evitar la enfermedad por hantavirus es evitar el contacto del hombre con los roedores y elementos contaminados con sus fluidos. Un primer paso en tal dirección es poder predecir cambios en las abundancias de los reservorios huéspedes de acuerdo a claves que indiquen estos cambios asociados a perturbaciones ambientales de duración limitada (Engelthaler y col., 1999). El aumento de los patrones de precipitaciones derivado del fenómeno de El Niño desencadenaría la llamada hipótesis de la cascada trófica en la cual los eventos metereológicos afectarían la vegetación y poblaciones de invertebrados que aumentaría las poblaciones de roedores (Parmenter y col., 1999) y además tendría un efecto importante en los depredadores (Jaksic, 2001). Sin duda el efecto de El Niño altera las condiciones metereológicas a lo largo de Chile, pero su efecto es mayor en las zonas áridas y semiáridas del norte y centro, que del sur del país. En estas zonas existen otras claves ambientales que están ligadas a fenómenos de semillación masivos que ocurren en una Bambúcea del género Chusquea en forma cíclica y que produce importantes aumentos de roedores huésped del Hantavirus (Murúa y col., 1996; Murúa y col., 2003).

En conclusión, la emergencia de enfermedades humanas y animales debe ser analizada en el amplio contexto de factores ambientales, ecológicos, tecnológicos y hasta sociológicos, cuyos efectos son primariamente alteraciones demográficas de huéspedes infectados y susceptibles. Este complejo conjunto de influencias interrelaciona con la lotería genética de mutaciones virales generadas durante la replicación, las cuales son inevitables e impredecibles.

Además, es imprescindible concientizar la necesidad de realizar una vigilancia de virus que infectan asintomáticamente o bien que causan enfermedad aguda o crónica, incluyendo a la capacidad que estos tienen para modificar el reconocimiento del receptor y el tropismo celular del huésped, como prioridad para la prevención de la emergencia de la enfermedad humana. Al comparar el estado actual del conocimiento de los hantavirus que más casos humanos han provocado en Norte América, virus Sin Nombre (SN), y en el Cono Sur de América, virus Andes (AND), se pueden establecer diferencias y similitudes. Entre las diferencias más marcadas está la existencia de transmisión persona a persona descrita en Argentina y Chile y la existencia de un mayor porcentaje de casos de niños menores de 11 años observada por infección de virus AND. Además se ha observado diferencia en el mecanismo de transmisión de la enfermedad entre los roedores reservorios en que las mordeduras entre machos, se postula en virus SN y contacto físico derivado de conducta social de los roedores en virus AND siendo la saliva el principal vehículo. Finalmente hay claras diferencias en las células y tejidos infectados, así células neuronales fueron detectadas por inmunohistoquímica en infecciones por virus AND.

Entre las similitudes observadas está la vía de infección que es la respiratoria por aerosoles y la mayor infectividad que se observa en ambientes cerrados (cabañas de veraneo, graneros, bodegas) oscuros. Ambas pueden infectar por derrame (spill-over) a otras especies de roedores que coexisten en el hábitat.

Se requieren más datos sobre la geografía, ecología y evolución de los diferentes reservorios primarios para clarificar el estado taxonómico de los diferentes linajes de virus junto con reacciones de neutralización cruzadas entre los distintos linajes y cepas virales.

NOTAS

1

* http://memorias.ioc.fiocruz.br/4770.pdf

** http://www.cdc.gov/mmwr/preview/mmwrhtml/rr5109a1.htm

BIBLIOGRAFIA

ABBOTT, K. D., T. G. KSIAZEK, J. N. MILLS.1999. Long-term Hantavirus persistence in rodent populations in central Arizona. Emerg. Infect. Dis. 5: 102-112.

ALMIRÓN, M., U. DRECHSEL, S. MIGUEL, P. MARTÍNEZ, N. COLUCHI, I. DE GUILLÉN, P. PADULA. 2003. Estudio de reservorio de virus hanta en Paraguay. In press. Revista Brasilera de Medicina Tropical.

BARO, M., J. VERGARA, M. NAVARRETE. 1999. Hantavirus en Chile: revisión y análisis de casos desde 1975. Rev. Méd. Chile 127:1513-23. [ Medline ] [ Lilacs ] [ SciELO Chile

BEGON, M., S. M. HAZEL, D. BAXBY, K. BOWN, R. CAVANAGH, J. CHANTREY, T. JONES, M. BENNETT. 1999. Transmission dynamics of zoonotic pathogen within and between wildlife host species. Proc. R. Soc. Lond. B 266: 1939- 1945.

BHARADWAJ, M., J. BOTTEN, N. TORREZMARTINEZ, B. HJELLE. 1999. Rio Mamore virus: genetic characterization of a newly recognized hantavirus of the pygmy rice rat, Oligoryzomys microtis, from Bolivia. Am. J. Trop. Med. Hyg. 57:368-74.

BOTTEN, J., R. NOFCHISSEY, H. KIRKENDOLLAHERN, P. RODIGUEZ-MORAN, I. A. WORTMAN, D. GOADE, T. YATES, and B. HJELLE. 2000. Outdoor facility for quarentine of wild rodents infected with hantavirus. J. Mammal. 81:250-259.

BRIGGS, J. C.1994. The genesis of Central America: Biology versus geophysiscs. Global Ecology and Biogeography Letters. 4:169-172.

BROWN, J. H., M. V. LOMOLINO. 1998. Biogeography. 2nd ed.,Sinauer Associates, Inc., Sunderland, USA.

CALISHER, C. H., J. N. MILLS, W. P. SWEENEY, J. R. CHOATE, D. E. SHARP, K. M. CANESTORP, B. J. BEATY. 2001. Do unusual site-specific population dynamics of rodent reservoirs provide clues to the natural history of Hantaviruse?. J.Wildlif. Dis. 37: 280-288.

CALISHER, C. H., W. P SWEENEY, J. N. MILLS, B. J. BEATY. 1999. Natural history of Sin Nombre virus in western Colorado. Emerg. Infect. Dis. 5: 126-134.

CANTONI, G., P. PADULA, G. CALDERON, J. N. MILLS, E. HERRERO, P. P. SANDOVAL, V. MARTINEZ, N. PINI, E. LARRIEU. 2001 Seasonal variation in prevalence of antibody to hantaviruses in rodents from southern Argentina. Trop. Med .Int. Health. 6:811-6.

CHIAPPERO, M. B., G. E. CALDERON, C. N. GARDENAL. 1997. Oligoryzomys flavescens (Rodentia, Muridae): gene flow among populations from central-eastern Argentina. Genetica. 101: 105-113. [ Medline ]

CHILDS, J., R. BRYAN. 1999. HPS in the Americas. In: Manual of Hemorrhagic fever with Renal Syndrome and Hantavirus Pulmonary Syndrome, 63-73. WHO. Collaborating Center for Virus Reference and Research.

DASZAK, P., A. A. CUNNINGHAM, A. D. HYATT. 2000. Emerging infectious diseases of wildlife threats to biodiversity and human health. Science. 287:443-449. [ Medline ]

DE JONG, M. C. M, O. DIEKMANN, J. A. P. HESSTERBREEK. 1995. How does transmission of infection depend on population size?.In: D. Mollison (ed) Epidemic models: their structure and realtion to data 84-94. Cambridge University Press, Cambridge, UK.

D‘ELIA, G. 2003. Phyllogenetics of Sigmodontinae (Rodentia, Muroidea, Cricetidae) with special reference to akodon group and with additional comments on historical biogeography. Cladistic. 19: 307-323.

DELFRARO, A., M. CLARA, L. TOME, F. ACHAVAL, S. LEVIS, G. CALDERON, D.ENRIA, M. LOZANO, J. RUSSI, J. ARBIZA. 2003. Yellow pigmy rice rat (Oligoryzomys flavescens) and hantavirus pulmonary syndrome in Uruguay. J. Emerg. Infect. Dis. 9:846-52.

DIFFENDORFER, J. E., M. S. GAINES, R. D. HOLT. 1995. Habitat fragmentation and movements if three small mammals (Sigmodon, Microtus and Peromyscus). Ecology. 76: 827- 839.

DOBSON, A. P., P. J. HUDSON. 1995. Microparasites: observed patterns in wild animal populations. In: Grenfell,BT, AP Dobson (eds) Ecology of infectious diseases in natural populations 52-89. Cambridge University Press, Cambridge, UK.

DOUGLASS, R. J., T. WILSON, W. J. SEMMENS, S. N. ZANTO, C. W. BOND, R. C. VAN HORN, J. N. MILLS. 2001. Longitudinal studies of Sin Nombre virus in deer mouse-dominated ecosystems of Montana. Am. J. Trop. Med. Hyg. 65: 33-41. [ Medline ]

DUCHIN, J. L., F., KOSTER., C. J. PETERS, G. L. SIMPSON, B. TEMPEST, S. R. SAKI, T. G. KSIAZEK, P. E. ROLLIN, S. NICHOL, U. T. UMLAND, R. L. MOOLENAAR, S. E. REEF, K. B. NOLTE, M. M. GALLHER, J. C. BUTLER, R. F. BREIMAN, THE HANTAVIRUS STUDY GROUP. 1994. Hantavirus pulmonary syndrome: a clinical description of 17 persons with a newly recognized disease. N. Engl. J. Med. 330:949- 955. [ Medline ]

DOUGLASS, R. J., A. J. KUENSI, C. Y. WILLIAMS, S. J. DOUGLASS, J. N. MILLS. 2003. Removing deer mice from buildings and the risk for human exposure to Sin Nombre virus. Emerg. Infect. Dis. 9:390-392.

EDELSTEIN, A. 2003. Caracterización genética de un nuevo hantavirus causante de Síndrome Pulmonar en Sudamérica. Tesis Doctoral de la Universidad de Buenos Aires, Argentina.

ENGEL, S. R., K. M. HOGAN, J. F. TAYLOR, S. K. DAVIS. 1998. Molecular systematics and paleobiogeography of the South American sigmodontine rodents. Mol. Biol. Evol. 15:224.

ENGELTHALER, D. M., D. G. MOSLEY, J. E. CHEEK, C. E. LEVY, K. K. KOMATSU, P.ETTESTAD, T. DAVIS, T. T. DALE, L. MILLER, J. W. FRAMPTON, R. PORTER, R. T. BRYAN. 1999. Climatic and environmental patterns associated with Hantavirus pulmonary syndrome, Four Corners Region, United States. Emerg. Infect. Dis. 5: 87-94.

ENRIA, D., P. PADULA, E. L. SEGURA, N. PINI, A. EDELSTEIN, C. RIVA POSSE, M. C. WEISSENBACHER. 1996. Hantavirus pulmonary sindrome in Argentina. Possibility of person-toperson transmission. Medicina. 56: 709-711.

FERRER, J. F., C. B. JONSSON, E. ESTEBAN, D. GALLIGAN, M. A. BASOMBRIO, M. PERALTA-RAMOS, J. M. BHARADWA, N. TORREZ-MARTINEZ, J. CALLAHAN, A. SEGOVIA, B. HJELLE. 1998. High prevalence of hantavirus infection in Indian communities of the Paraguayan and Argentinean Gran Chaco. Am. J. Trop. Med. Hyg. 59: 438-44. [ Medline ]

GAYET, M., J. C. RAGE, T. SEMPERE, P.Y. GAGNER. 1992. Modes of interchanges of continental vertebrates between North and South America during late Cretaceous and Paleocene. Bulletin de la Societè ecologique de France. 163: 781-791.

GLASS, G. E., T. L.YATES, J. B. FINE, T. M. SHIELDS, J. B. KENDALL, A. G. HOPE, CH. A. PARMENTER, C. J. PETERS, T. G. KSIAZEK. CH. SH. LI, J. A. PATZ, J. N. MILLS. 2002. Satellite imagery characterizes local animal reservoir populations of Sin Nombre virus in the southwestern United States. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 99:16817-16822.

GONZALEZ, L., A, H. GAETE, C. JOFRE. 1990. Variación estacional de los patrones conductuales en Oryzomys longicaudatus y Akodon olivaceus en encuentros intraespecíficos e interespecíficos. Bol. Soc. Biol. Concepción, Chile. 61:63-70.

GONZALEZ DELLA VALLE , M. A. EDELSTEIN, S. MIGUEL, P. MARTINEZ, J. CORTEZ, M. M. CACACE, G. JURGETENAS, S. SOSA ESTANI, P. PADULA. 2002. Andes virus associated with HPS in northern Argentina and determination of the precise site of infection. Am. J. Trop. Med. Hyg. 66: 713-20. [ Medline ]

GROEN, J., M. N., GERDING, J. G. M. JORDANS, N. P. CLEMENT., J. H. M. NIEUWENHAIJS, A.D.M.E. OSTERHAUS. 1995. Hantavirus infections in the Netherlands: epidemiology and disease. Epidemiol. Infect. 114:372-383.

HALLIN, G. W., S. Q. SIMPSON, R. E. CROWELL, D.S. JAMES, F. T. KOSTER, G. J. MERTZ, H. LEVY. 1996. Cardiopulmonary manifestations of hantavirus pulmonary syndrome. Crit. Care. Med. 24:252-8.

HART, C. A., M., BENNETT. 1994. Hantavirus: an increasing problem?. Ann. Trop. Med. Parasitol. 88:347 – 358 [ Medline ]

HART, C. A., M., BENNETT. 1999. Hantavirus infection: epidemiology and pathogenesis. Microbes and Infection. 1: 1229-1237.

HJELLE, B., S. JENISON, N. TORREZ-MARTINEZ, B. HERRING, S. QUAN, A. POLITO, S. PICHUANTES, T. YAMADA, C. MORRIS, F. ELGH, H. W. LEE, H. ARTSOB, R. DINELLO. 1997. Rapid and specific detection of Sin Nombre virus antibodies in patients with hantavirus pulmonary syndrome by a strip inmunoblot assay suitable for diagnosis. J. Clin. Microbiol. 35: 600-608. [ Medline ]

HJELLE, B., G. E. GLASS. 2000. Outbreak of Hantavirus infection in the Four Corner Region of the United States in the Wake of the 1997-1998 El Niño-Southern Oscillation. J. Infect. Dis. 181: 1569-1573.

HOLMES, E. C. 2003. Molecular clocks and the puzzle of RNA virus origins. J. Virol. 77:3893-3897. [ Medline ]

HOOPER, J. W., T. LARSEN, D. M. CUSTER, C. S. SCHMALJOHN. 2001. A lethal disease model for hantavirus pulmonary syndrome. Virology. 289:6-14. [ Medline ]

JAKSIC, F. M. 2001. Ecological effects of El Niño in terrestrial ecosystems of western South America. Ecography. 24:241-250.

JOHNSON, A. M., M. D. BOWEN, T. G. KSIAZEK, R. J. WILLIAMS, R. T. BRYAN, J. N. MILLS, C. J. PETERS, S. T. NICHOL. 1997. Laguna Negra virus associated with HPS in Western Paraguay and Bolivia. Virology. 238: 115-127. [ Medline ]

JOHNSON, A., L.T. DE SOUZA, I.B. FERREIRA, L. E. PEREIRA, T. G. KSIAZEK, P. E. ROLLIN, C. J. PETERS, S. T. NICHOL. 1999.Genetic investigation of novel hantaviruses causing fatal HPS in Brazil. J. Med. Virol. 59:527-535. [ Medline ]

KANERVA, M., J. MUSTONEN, A. VAHERI. 1998. Pathogensis of Puumala and other hantavirus infections. Rev. Med. Virol. 8: 67-86.

KIM, G. R., Y. T. LEE, C. H., PARK. 1994. A new natural reservoir of hantavirus: isolation of hantaviruses from lung tissue of bats. Arch. Virol. 134:85-95.

LANGLOIS, J. P., L. FAHRIG, G. MERRIAM, H. ARTSOB. 2001. Landscape structure influences continental distribution of Hantavirus in deer mice. Landscape Ecology. 16:255-266.

LEE, H. W., P. W. LEE, K. M. JOHNSON. 1978. Isolation of the ethiologic agent of Korean hemorrhagic fever. J. Infect. Dis. 137:298-308.

LEVIS. S., S. MORZUNOV, J. ROWE, D. A. ENRIA, N. PINI, G. CALDERON, M. SABATTINI, S. C. S. T. JEOR. 1998. Genetic diversity and epidemiology of hantaviruses in Argentina. J. Infect. Dis. 177: 529-538. [ Medline ]

LOPEZ, N., P. PADULA, C. ROSSI, M. E LAZARO, M. T. FRANZE-FERNANDEZ. 1996. Genetic identification of a new hantavirus causing severe pulmonary sindrome in Argentina. Virology. 220: 223-226. [ Medline ]

LÓPEZ, N., P. PADULA, C. ROSSI, S. MIGUEL, A. EDELSTEIN, E. RAMÍREZ, M. T. FRANZEFERNÁNDEZ. 1997. Genetic characterization and phylogeny of Andes virus and variants from Argentina and Chile. Virus Res. 50: 77-84. [ Medline ]

LUNDKVIST, A., B. NIKLASSON. 1994. Haemorrhagic fever with renal syndrome and other hantavirus infections. Rev. Med. Virol. 4: 177-184.

LUO, Z. Z. 1985. Isolation of hemorrhagic fever virus from a cat. Clin. J. Microbiol. Inmunol. 5: 79-81.

LYUBSKY, S., I. GAVRILOVSKAYA, B. LUFT, E. MACKOW. 1996. Histopathology of Peromyscus leucopus naturally infected with NY-1 hantaviruses:pathogenic markers of HPS viral infection in mice. Lab. Invest. 74:627-633. [ Medline ]

MARSHALL, L. G. 1979. A model for paleobiogeography of South America cricetine rodents. Paleobiology. 5:126-132.

MARTINEZ, V. P., S. COLAVECCHIA, M. GARCIA ALAY. 2001. Síndrome pulmonar por hantavirus en la provincia de Buenos Aires. Medicina. 61:147-56. [ Medline ] [ Lilacs ]

McCAUGHEY, C., C. A. HART. 2000. Hantaviruses. J. Med. Microbiol. 49:587-589.

MCKEE, K. T. J., J. W. LEDUC, C. J. PETERS. 1991. Hantaviruses. In: R. B. Belshe (ed) Text book in human virology, pp. 615 – 632. 2nd edition St. Louis Moshby year book.

MENDES, W. S., M. J. ARAGAO, H. J. SANTOS, L. RAPOSO, P. F. VASCONCELOS, E. S. ROSA, M.R. ELKHOURY. 2001. Hantavirus pulmonary syndrome in Anajatuba, Maranhao, Brasil. Rev. Inst. Med. Trop. Sao Paulo. 43:237-240.

MERTZ, G. J., P. A. VIAL. 2000. Emergencia del Síndrome cardio pulmomonar por Hantavirus en las Américas. Rev. Chil. Infect.17:181-185.

MILAZZO, M. L., E. J. EYZAGUIRRE, C. P. MOLINA, C. F. FULHORST. 2002. Maporal viral infection in the Syrian golden hamster: a model of hantavirus pulmonary syndrome. J. Infect. Dis. 186:1390-1395. [ Medline ]

MILLS, J. N., T. YATES, T. G. KSIAZEK, C. J. PETERS, J. E. CHILDS. 1999a. Long term studies of Hantavirus reservoir populations in the southwestern United States: Rationale, Potential and Methods. Emerg. Infect. Dis. 5: 95-101.

MILLS, J. N., T. G. KSIAZEK, G. J. PETERS, J. E. CHILDS. 1999b. Long term studies of Hantavirus reservoir populations in southwestern United States. A synthesis. Emerg. Infect. Dis. 5: 135-142.

MILLS, J. N., A. CORNELI, J. C. YOUNG, L. E. GARRISON, A. S. KHAN, T. G. KSIAZEK. 2002. Hantavirus pulmonary syndrome-United States: updated recommendations for risk reduction. Centers for Disease Control and Prevention. MMWR Recomm. Rep. 51(RR-9):1-12.

MORENO, P. C. VILLAGRÁN, P. A. MARQUET, L. G. MARSHALL. 1994. Quaternary paleobiogeography of northern and Central Chile. Rev. Chil. Hist. Nat. 67:487-502.

MORZUNOV, S. P., J. D. BOONR, C. BOHLMAN, S. LEVIS, E. KUHN, D. ENRIA, S.C. St. JEOR. 2001. Conference, Virus Phylogeny, Replication and Morphogenesis.

MURUA, R., L. A. GONZALEZ, M. GONZALEZ, C. JOFRE. 1996. Efectos del florecimiento del arbusto Chusquea quila Kunth (Poacea) sobre la demografía de poblaciones de roedores de los bosques templados frios del sur chileno. Bol. Soc. Biología. 67: 37-42.

MURUA, R., M. NAVARRETE, R. CADIZ, R. FIGUEROA, P. PADULA, L. ZAROR, R. MANSILLA, L. A. GONZALEZ, Y. A. MUÑOZPEDREROS. 2003. Síndrome Pulmonar por Hantavirus: situación de los roedores reservorios y la población humana en la décima Region, Chile. Rev. Méd. Chile. 131:169-176.

NAVARRETE, M., R. FIGUEROA, R. CADIZ, P. PADULA. 2001. Técnicas de diagnostico serologico en terreno para diagnostico de hantavirus para roedores silvestres. Primer Curso de Actualización en infección por Hantavirus, Pontificia Universidad Católica de Chile, Santiago, noviembre.

NETSKI, D., B. H. THRAN, S. C. St. JEOR. 1999. Sin Nombre virus pathogenesis in Peromyscus maniculatus. J. Virol. 73: 585-591.

NICHOL, S. T., C. F. SPIROPOULOU, S. MORZUNOV, P. E. ROLLIN, T. G. KSIAZEK, H. FELDMANN, A. SANCHEZ, J. CGILDS, S. ZAKI, C. J. PETERS. 1993. Genetic identification of a novel hantavirus associated with an outbreak of acute respiratory illness in the southwestern Unites States. Science. 262:914-917.

O’CONNOR, C. S., J. P. HAYES, S.C. St. JEOR. 1997. Sin Nombre virus does not impair respiratory function of wild deer mice. J. Mammal. 78: 661-668.

PADULA, P. J., A. EDELSTEIN, S. D. MIGUEL, N. M. LOPEZ, C. M. ROSSI, R. D. RABINOVICH. 1998. Hantavirus pulmonary síndrome outbreak in Argentina: Molecular evidence for person –toperson transmisión of Andes virus. Virology. 241: 323-330.

PADULA, P. J., S. B. COLAVECCHIA, V. P. MARTÍNEZ, M-O GONZÁLEZ DELLA VALLE, A. EDELSTEIN, S. D. MIGUEL, J. RUSSI, J. M., RIQUELME, N. COLUCCI, R. D. RABINOVICH. 2000a. Genetic diversity, distribution, and serological features of hantavirus infection in five countries in South America. J. Clin. Microbiol. 38:3029-3035. [ Medline ]

PADULA, P. J., C. M. ROSSI, M. O. GONZÁLEZ DELLA VALLE, V. P. MARTINEZ, S. B. COLAVECCHIA, A. EDELSTEIN, S. D. MIGUEL, R. D. RABINOVICH, E. L. SEGURA. 2000b. Development and evaluation of a solidphase enzyme immunoassay based on Andes hantavirus recombinant nucleoprotein. J. Med. Microbiol. 49:149-155.

PADULA, P., M. GONZÁLEZ DELLA VALLE, M. GARCIA ALAI, P. CORTADA, M. VILLAGRA, A. GIANELLA. 2002a. Andes hantavirus in Bolivia and first case-report of Bermejo virus causing fatal pulmonary syndrome. Emeg. Infec. Dis. 8: 437-439.

PADULA, P. J., A. J. SANCHEZ, A. EDELSTEIN, S. T. NICHOL. 2002b. Complete nucleotide sequence of the M RNA segment of Andes virus and analysis of the variability of the termini of the virus S, M and L RNA segments. J. Gen. Virol. 83:2117-2122.

PADULA, P., R. FIGUEROA, R. CADIZ, C. BELLOMO, C. JOFRE, M. NAVARRETE, E. PIZARRO, L. ZAROR, E. RODRIGUEZ, R. MURÚA. Experimental study in the transmission of Andes hantavirus infection in wild sigmodontine rodents. J. Virol. (in press 2004).

PARDIÑAS, U. F. J., G. D´ELIA, P. F. ORTIZ. 2002. Sigmodontinos fósiles (Rodentia, Muroidea, Cricetidae) de América del Sur: estado actual de su conocimiento y propectiva. Mastozoologia Neotropical. 9:209-252.

PARMENTER, R. R., E. P. YYADAV, C. A. PARMENTER, P. ETTESTAD, K. L. GAGE. 1999. Incidence of plague associated with increased winter-spring precipitation in New Mexico. Am. J. Trop. Med. Hyg. 61:814-821. [ Medline ]

PAVLETIC, P. 2000. Hantavirus: Su distribución geográfica entre los roedores silvestres de Chile. Rev. Chil. Infect.17: 186-196.

PINNA, D. M., V. P. MARTINEZ, C. BELLOMO, C. LOPEZ, P. PADULA. 2004. Nueva evidencia epidemiológica y molecular a favor de la transmisión interhumana para el linaje Sout del hantavirus Andes. Medicina. 64: 43-46. [ Medline ] [ Lilacs ]

REIG, O. 1981. Teoría del origen y desarrollo de la fauna de mamíferos de America del Sur. Monografie Naturae. Publicado Museo Municipal de Ciencias naturales Lorenzo Scaffia. Mar del Plata, Argentina.

REIG, O. 1986. Diversity patterns and differentiation of high andean rodents.In F. Vuilleumier and M. Monasterio (eds), High Altitude Tropical Biogeography 404-439. Oxford University Press, Inc., New York.

SAUVAGE, F., M. LANGLAIS, N.YOCCOZ, D. POINTIER. 2003. Modelling hantavirus in fluctuating populations of bank voles: the role of indirect transmission on virus persistencia. J. Anim. Ecol. 72: 1-13.

SCHMALJOHN, C. S. 1996. Bunyaviridae: The viruses and their replication. In B. N. Fields, D. M. Knipe, and P. M. Howley (ed.), Fields virology. Lippincott-Raven Publishers, Philadelphia.

SHMALJOHN, C., B. HJELLE. 1997 Hantaviruses: A Global Disease Problem. Emerg. Infect. Dis. 3: 95-104.

SCHMALJOHN, C., J. HUGGINS, CH. CALISHER. 1999. Laboratory and field safety. In: Lee HW, Calisher CH, Schmaljohn C, eds. Manual of hemorrhagic fever with renal syndrome and hantavirus pulmonary syndrome. Seoul, Korea: WHO Collaborating Center for Virus Reference and Research (Hantaviruses), Asan Institute for Life Sciences, pp. 192-198.

SLONOVA, R. A., E. A. THACHENKO, E. L. KUSHNAREV, T. K. DZAGUROVA, T. I. ASTAKOVA. 1992. Hantavirus isolation from birds. Acta Virol. 36:192.

SPOTORNO, A. E., R. E. PALMA, J. P. VALLADARES. 2000. Biología de roedores reservorios de hantavirus en Chile. Rev. Chil. Infect. 17: 197-210.

SUÁREZ, O. V., G. R. CUETO, R. CAVIA, I. E. GÓMEZVILLAFAÑE, D. N. BILENCA, A. EDELSTEIN, P. MARTÍNEZ, S. D. MIGUEL, C. BELLOMO, K. HODARA, P. J. PADULA, M. BUSCH. 2003. Prevalence of Infection with Hantavirus in Rodent Populations of Central Argentina. Mem Inst Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro. 98: 727-732. [ Medline ] [ Lilacs ] [ SciELO Brasil ]

TANG, Y. W., Z.Y., XU., Z.Y., ZHU, T.J. TSAI. 1985. Isolation of haemorrhagic fever with renal sindrome from Suncus mirinus on insectivore. Lancet. 1(8427): 513-514.

TORO J., J. VEGA, A. S. KHAN, J. N. MILLS, P. PADULA, W. TERRY, Z. YADON, R. VALDERRAMA, B. A. ELLIS, C. PAVLETIC, R. CERDA, S. ZAKI, W. J. SHIEH, R. MEYER, M. TAPIA, C. MANSILLA, M. BARO, J. A. VERGARA, M. CONCHA, G. CALDERON, D. ENRI, C. J. PETER, T. G. KSIAZEK. 1998. An outbreak of Hantavirus Pulmonary Sindrome, Chile, 1997. Emerg. Infect. Dis. 4: 687-694.

VAUGHAN, T. A. 1972. Mammalogy. W.B. Saunders. Philadelphia. USA.

VETCHA, S., E. WILKINS, T. YATES, B. HJELLE. 2002. Rapid and sensitive handheld biosensor for detection of hantavirus antibodies in wild mouse blood samples under field conditions. Talanta. 58: 517-528.

VINCENT M. J., E. QUIROZ, F. GRACIA, A. J. SANCHEZ, T. G. KSIAZEK, P. T. KITSUTANI, L. A. RUEDAS, D. S. TINNIN, L. CACERES, A. GARCIA, P. E. ROLLIN, J. N. MILLS, C. J. PETERS, S. T. NICHOL. 2000. Hantavirus pulmonary syndrome in Panama: identification of novel hantaviruses and their likely reservoirs. Virology. 277:14-19. [ Medline ]

VUILLEUMIER, B. S. 1971. Pleistocene changes in the fauna and flora of South America. Science 173:771-780.

VUILLEMIER, F., D. SIMBERLOF. 1980. Ecology versus history as determinants of patchy and insular distributions in high Andean birds. Evolutionary Biology. 12:235-379.

WEBB, S. D., L. G. MARSHALL. 1982. Historical biogeography of recent South America land mammals. In M.A. Mares and H.H. Genoway (eds), Mammalian Biology in South America, 39- 52. Special Publication Series 6, Pymatuning Laboratory of Ecology, University of Pittsburgh

WELLS, R. M., J. YOUNG, R. J. WILLIAMS, L. R. ARMSTRONG, L. K. BUSICO, A. S. KHAN, T. G. KSIAZEK, P. E. ROLLIN S. R. ZAKI, S. T. NICHOL, C. J. PETERS. 1997.Hantavirus transmission in the United States. Emerg. Infect. Dis. 3:361-365.

XIAO, S. Y., J. W. LEDUC, Y. K. CHU, C. S. SCHMALJOHN. 1994. Phylogenetic analyses of virus isolates in the genus Hantavirus, family Bunyaviridae. Virology. 198: 205-217. [ Medline ]

ZAKI, S. R., P. W. GREER, L. M. COFFIELD, C. S. GOLSMITH, K. B. NOLTE, K. FOUCAR, R. M, FEDDERSEN, R. E, ZUMWALT, G. L. MILLER, A. S. KHAN, P. E. ROLLIN, T. G. KSIAZEK, S. T. NICHOL, B. W. J. MAHY, C. J. PETERS. 1995. Hantavirus pulmonary syndrome- pathogenesis of an emerging infectious disease. Am. J. Pathol. 146: 552-579. [ Medline ]

R. Murua1, M.V., M.Sc.; P. Padula2, Ph.D.1. Instituto de Ecologia y Evolución, Facultad de Ciencias, Universidad Austral de Chile, Casilla 567, Valdivia. Chile. 2. Departamento Virología, Instituto Nacional de Enfermedades Infecciosas, A.N.L.I.S. "Dr. Carlos G. Malbran", Velez Sarsfield 563, 1281 Buenos Aires, Argentina.

Partes: 1, 2, 3
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