Descargar

La Sigatoka Negra (Mycosphaerella fijiensis Morelet) en el plátano (página 2)


Partes: 1, 2

Tabla 4. Cálculo de la hoja más joven enferma (HMJE)

 

Número o posición de la hoja

 

planta

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

H/P

HMJE

1

0

0

0

0

0

0

0

0

1

1

2

2*

    

9

2

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

1

2

    

11

3

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

2

   

13

4

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

1

1

2

  

12

5

0

0

0

0

0

0

0

0

0

1

1

2

2

   

10

 

total

 

55

Promedio

 

11.0

Para la obtención del porcentaje de hoja infectada por grado, se cuenta el número de hojas en cada grado, se divide entre el número total de hojas y se multiplica por cien.

El porcentaje total de las hojas infectadas se obtiene de sumar el valor de todos los grados del primero el sexto (Tabla 5).

Tabla 5. Cálculo del porcentaje de hojas infectadas (% H. I.)

 

Número o posición de la hoja

 

P.

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

H/P

HMJE

0

1

2

3

4

5

1

        

1

1

2

2

   

12

 

8

2

2

   

2

          

1

2

   

12

 

10

1

1

   

3

            

2

  

13

 

12

0

1

   

4

           

1

1

2

 

14

 

11

2

1

   

5

         

1

1

2

2

  

13

 

9

2

2

   
 

T

64

 

50

7

7

   

%

  

78

11

11

   

Ejemplo: porcentaje de la hoja con grado 1

Planta 1——— 2 hoja

Planta 2——— 1 hoja

Planta 3 ——— 0 hoja

Planta 4 ——— 2 hoja

Planta 5 ———2 hoja

Total 7 hojas con grado 1

Total de hojas evaluadas 64

total de hojas infectadas = å % de hojas en cada grado (del 1-6) = 11+11+0+0+0+0 = 22

o bien, % de hojas infectadas = 100 – % de hojas con grado 0

Este porcentaje total de hojas infectadas subestima la severidad de la enfermedad y es por ello que el uso de un promedio ponderado de infección ha sido sugerido para obtener un valor más preciso. Se multiplica el porcentaje de hoja de cada grado por el correspondiente valor del grado en la escala de Stover modificada, cada resultado se suma y el total se divide entre 100.

Ejemplo: PPI = suma de (% de hoja en cada grado x grado respectivo)

100

El PPI, indica la incidencia y severidad de sigatoka negra en la plantación; mientras que este es mayor, la severidad de la enfermedad también es más alta. El valor de PPI debe de mantenerse por debajo de 0.5 para evitar que la sigatoka negra ocasione daños en el rendimiento y calidad del fruto.

Generalización de las medidas de control:

En Cuba, a partir de 1991, se implementó un programa de manejo basado en un enfoque integrado en las principales plantaciones del país, Según Pérez, (1996) y Pérez et al, (1995).

El programa de manejo integrado se basa en que las prácticas de manejo de la enfermedad deben ser implementadas en la totalidad de las plantaciones de musas de un territorio. Las plantaciones de clones susceptible que no reciban tratamientos fungicidas deben ser sustituidas con clones resistentes, como una vía para obtener una drástica reducción de inóculo en los campos que crecen cercanos a plantaciones comerciales importantes de bananos y plátano. Completa destrucción y eliminación de las plantas de los campos abandonados para evitar que se conviertan en fuentes de inóculos importantes durante la estación lluviosa.

Una vez que la enfermedad se hace presente en una región, según Días ( 1994), se debe aprender a convivir con ella, manteniendo un programa permanente de prevención y control sobre la base de un Manejo Integrado de la enfermedad y de la plantación .

Prácticas agronómicas:

Juegan un papel importante en el estado fisiológico y sobre el ambiente microclimático dentro de las plantaciones, que puedan crear condiciones desfavorables a la enfermedad.

Las más importantes son:

Densidad de plantas: Según Pérez (1998), bajo las mismas condiciones de suelo y nivel de protección contra sigatoka negra, el desarrollo de la enfermedad es más intenso en campos con 2000 p/ha, que en aquellos con 1850 p/ha, en las cuales han sido observadas diferencias de hasta dos hojas más sanas en las plantadas a densidades más bajas con relación a las plantadas con densidades mayores.

Según Días (1994) se debe considerar unas 1.500 plantas/ha, tomando en cuenta la densidad y la distribución para evitar enmacollamiento y áreas de concentración de plantas que generan condiciones de microclima favorables a incrementar la fuente de inóculo y que dificultan la cobertura y acción de los productos fungicidas. La densidad de población se puede manejar por medio de deshije y resiembra.

Deshije: Esta práctica consiste en la eliminación de todos los hijos y rebrotes que puedan alterar la densidad de población deseada y lograr una frecuencia en la producción de cada unidad o cepa. Es recomendable seleccionar el primer hijo o brote de la planta madre, siempre y cuando éste se considere de buena calidad o "hijo puyón"; el resto de los hijos deben ser eliminados antes de que alcancen un estado avanzado de desarrollo, pues ya habrán ocasionado daño fisiológico a la planta madre por competencia de luz, nutrimento, agua y espacio vital. Se recomienda dejar uno o dos hijos siguiendo el principio de axialidad. www.ceniap.gov.ve/bdigital/monografias/banano/contenido/sigatoka

Saneamiento: La poda sistemática cada siete o diez días de hojas o fracciones de hojas con lesiones maduras, reduce el período durante el cual estas hojas producen inóculos y tienen un importante impacto en la cantidad de ascósporas que potencialmente alcanzan las nuevas hojas que emergen. Las hojas podadas depositadas en el suelo se descomponen rápidamente y como promedio, se acorta la duración del período de producción de ascósporas de estas entre seis y ocho semanas, en relación con las que quedan colgantes en las plantas (Pérez, 1996; Pérez et al., 1993a). A demás de esto, la superposición de hojas en el suelo reduce mecánicamente la superficie esporulativa de las hojas, reduciendo la disponibilidad del inóculo.

Manejo y distribución de desechos: El material vegetal de desecho, producto de prácticas de deshije, deshoje y restos de cosecha, es conveniente repicarlos y distribuirlos uniformemente dentro de la plantación y evitar el amontonamiento para contribuir así a la descomposición rápida que reintegrará materia orgánica al suelo, además de favorecer la retención de humedad y retardar el crecimiento de las malezas.

Control de malezas: Además de las dificultades que genera la proliferación de malezas por competencia de nutrimento, agua y luz, éstas son hospederas de plagas y enfermedades, crean condiciones microclimáticas favorables al aumento de la presión de sigatoka; por ello es conveniente establecer un método de control programado e integral para ajustarse a los costos de producción. Se puede aplicar el método de control químico, control mecánico o manual y/o alternar estos métodos. Los herbicidas más utilizados en plátanos son el Glifosato (Roundup) y Paraquat. www.ceniap.gov.ve/bdigital/monografias/banano/contenido/sigatoka

Nutrición: Para obtener un adecuado control de sigatoka negra es requerido un balance apropiados de nitrógeno y potasio, en áreas donde los niveles de estos elementos son deficientes para un normal desarrollo de las plantas. El desarrollo de la sigatoka negra es más intenso en dependencia del nivel de protección como un resultado de una menor tasa de emisión de hojas y una menor resistencia a la enfermedad.

Fertilización de plantaciones establecidas: Al considerar las plantaciones de plátanos como un cultivo muy dinámico en cuanto a su fase vegetativa, reproductiva y productiva se requiere establecer un programa de fertilización donde se considere la formulación, la forma y la época de aplicación. Preferiblemente debe estar basado en un análisis de suelo, en caso de no disponer de este estudio se puede aplicar un plan de fertilización: consistente de cuatro aplicaciones anuales. A entradas de lluvia aplicar 100 g/urea/planta, a salidas de lluvia, aplicar 250 g/fórmula completa por planta. Es recomendable complementar con fertilizaciones foliares de micronutrimentos. www.ceniap.gov.ve/bdigital/monografias/banano/contenido/sigatoka

Práctica de riego: La lluvia en Cuba es un factor limitante para el crecimiento de bananos y plátanos; por ello la irrigación es una práctica para suministrar los déficit del agua requerida. El suplemento de agua es importante para obtener tasas de emergencias de hojas superiores a 1 ó 1.2 hojas cada diez días; tasas de emergencia de hojas inferiores de uno cada diez días dan lugar a mayores niveles de enfermedad en las plantaciones. Como el humedecimiento del follaje juega su papel en el desarrollo de la enfermedad, el uso de los sistemas de riego por debajo del follaje es preferible donde quiera que estas puedan ser adaptadas.

Uso de clones resistentes: Según Hernández y Pérez (1996) la resistencia genética es la más económica y segura vía de control de la Sigatoka Negra. En Cuba ha sido introducido y estudiado diferentes clones entre ellos: FHIA-01, 02, 03, 18 y SH 3436. Los cuales muestran diferentes niveles de resistencia horizontal a sigatoka negra (período más largo de evolución de los síntomas desde raya a manchas necróticas además de una reducida producción de inóculo) (Tabla 6) y un alto potencial de producción sin protección con fungicidas.

Tabla 6. Reacción de un grupo de clones FHIA a Sigatoka Negra en parcelas sin protección con fungicidas (Hernández y Pérez, 1996)

Clon

Genoma

Período de incub. (días)

Período de trans. días

Hojas activas a cosecha

Aspectos de las manchas

Peso de racimo (Kg)

Rendimiento (t/ha)

  

Ene.

Jun.

Ene.

Jun.

Plant Mad

1er Hijo

Tamaño (mm)

Fruct. número

Plant.Mad.

1erseguidor

1er ciclo

2do ciclo

FHIA 01

AAAB

43.5b

28.2ª

76.4

75.5

9

8

17.3

15.9

36.0

42.5

59.9

70.8

FHIA 02

AAAA

46.9b

31.0a

*

*

8

10

13.3

34.8

37.5

34.0

62.5

56.6

FHIA 03

AABB

60.4ª

24.1b

*

*

10

8

15.5

31.6

31.5

34.0

52.5

56.6

FHIA 18

AAAB

60.4ab

28.7ª

*

*

12

9

14.3

35.0

28.5

36.5

47.5

44.1

SH3436

AAAA

52.8c

28.0a

84.6

80.2

10

7

12.7

9.5

37.5

26.0

62.5

43.3

G.Enano

AAA

27.9c

16.9c

34.6

56.0

1

0

17.4

173

8.5

16.0

14.2

26.0

* En más del 50% de las muestras de manchas, el desarrollo se detuvo en los estados cuatro y cinco.

Principales híbridos de musáceas desarrollados

La FHIA ha puesto a disposición de la comunidad internacional los híbridos FHIA-01, FHIA-02, FHIA-03 y FHIA-21, los que están contribuyendo a la seguridad alimentaria de varios países del mundo. El FHIA-01 y el FHIA-02 se están introduciendo en los mercados de exportación de productos orgánicos. La principal característica de estos híbridos; es su resistencia a varias enfermedades que actualmente desbastan las plantaciones de musáceas en todo el mundo: Sigatoka negra, Mal de Panamá y Moko. www.ceniap.gov.ve/bdigital/monografias/banano/contenido/sigatoka

Plátano resistente a la Sigatoka negra.

El FHIA-21 constituye una alternativa para sustituir al plátano Cuerno. Su resistencia a la Sigatoka negra, alto rendimiento y excelente calidad lo han colocado en un lugar preferente para consumo fresco o para procesamiento. Este plátano está siendo cultivado por pequeños agricultores y cooperativas en Honduras con excelentes resultados. Su rendimiento, bajo condiciones similares pueden ser dos a tres veces el rendimiento del plátano "Cuerno" que producido técnicamente puede ser exportado a los mercados internacionales. Actualmente existen plantaciones comerciales de esta variedad en Honduras, Nicaragua y Ecuador. www.ceniap.gov.ve/bdigital/monografias/banano/contenido/sigatoka

Control Químico:

El control químico de la enfermedad está fundamentado en la utilización de productos fungicidas, los cuales deben ser aplicados estratégicamente, según su modo de acción. La tabla 7 muestra los más representativos de sus respectivos grupos.

Tabla 7.

MODO DE ACCIÓN

FAMILIA

NOMBRE COMERCIAL

DOSIS

Sistémicos

Triazoles

Tilt.

0.4 l/ha

Baycor

0.5 l/ha

Pounch

0.25 l/ha

Benzimidazoles

Benlate

0.3 kg/ha

Bavistin

0.28 kg/ha

Derosal

0.35 kg/ha

Penetrantes

Morfolinas

Calixin

0.6 l/ha

Contacto

Dithiocarbamatos

Mancozeb

0.3 kg/ha

Zinneb

3.0 kg/ha

Clorotalonil

Bravo 500

2.5 l/ha

Los fungicidas deben ser aplicados en mezclas con aceite mineral para aprovechar el efecto fungistático de éste, a excepción del Bravo 500, el cual presenta incompatibilidad con el aceite y produce fitotoxidad. Las dosis de aceite oscilan entre 5-8 l/ha, según las especificaciones técnicas.

Los métodos de aplicación de los tratamientos pueden ser terrestres con la utilización de moto-asperjadoras y moto-nebulizadoras y aéreo, con avionetas o helicópteros. Ambos métodos tienen ventajas y desventajas que pueden ser aprovechadas y/o corregidas, según conveniencia del productor. www.ceniap.gov.ve/bdigital/monografias/banano/contenido/sigatoka

Bibliografía.

Burt. P. J. A., J. Rutter & H. González, 1997. Short distance wnidborne dispersal of the fungal pathogens causing sigatoka diseases in banana and plantain. Plant pathology 46: 451-458.

Castaño-Zapata J & L. Del Río, 1994. Sigatoka del plátano p 217-218 in guía para el diagnóstico y control de enfermedades en cultivos de importancia económica (3era edición) Zamorana Academic Press, Honduras.

Castro., A. Wong & L. F. Campos, 1995. Análisis in vitro de la sensibilidad de Mycosphaerella fijiensis a los fungicidas fenorimol, tridemorph y propiconazole phytopathology 85: 382 p.

Craenen K, 1998. Black sigatoka disease of banana and plantain. A reference manual. IITA Ibadan, Nigería.

Du pont, 1990. Black and yellow sigatoka: Improveb identification and management techniques. Du pont Latin America, Coral Gables, Florida. 17p

Douglas M & L. Ching, 1992. Monitoreo de sensibilidad de Mycosphaerella fijiensis al Benonil. 17-19p. In informe anual CORBANA.

Douglas M & Ronald. R, 1992. El combate de la sigatoka negra. Boletín No 4. Departamento de investigaciones. CORBANA. 22p

Escudero M. C & E. C. Rondón, 1996. Integrate management experiences with black sigatoka (Mycosphaerella fijiensis) and non-systemic fungicides in Soconusco, Chiapas, México. 53p. In XI Meeting ACORBAT. Santo domingo, República Dominicana (Resumen).

Fouré. E, 1994. Leaf spot disease of banana and plantain cause by Mycosphaerella fijiensis and mycosphaerella musicola. 37-46p in the improvement and testing of musa: A global partnership. Proceedings of the first global conference of the international musa testing. Progranme (D. Jones, ed) INIBAP, Montpellier, France.

Fullerton R. A,1994. Sigatoka leaf disease. 12-14p in compendiun of tropical fruit disease.(Ploetz R. C et al., eds). The American phytopathological society, st. Paul, Minnesota.

Gauhl, F. 1989. Untersuchunge zurepidemiologie un okoloigie de Schuwargen sigatoka krankheit (Mycosphaerella fijiensis Morelet) an kockbonanen (musa sp) in Costa Rica. Thesis. Univ. Gottingen (west germany), 128p

Gauhl. F, 1994. Epidemiology and ecology of black sigatoka (Mycosphaerella fijiensis) on plantain and banana in Costa Rica, Central América, PhD, thesis originally presented in German. INIBAP, montpellier, Francia. 120p

Hernández y Pérez, 1996. Resistencia de clones de bananos y plátanos a la sigatoka negra causada por mycosphaerella fijiensis. Componentes epidemiológicos de la resistencia. Journal of Agriculture of the university of Puerto Rico. (in press)

Jácome. L.H & Wshuh, 1992. Effects of leaf wefness duration and temperature on development of black sigatoka disease on banana infected by myscosphaerella fijiensis var. Difformis. Phytopathology 82 (5): 515-520p

Jácome L, 1998. Sigatoka negra. La situación en América Latina y el Caribe 18-23 p. In memorias primer simposio internacional sobre sigatoka negra (M. M Robles et al, compil). Manzanillo, colima, México. 8-10 de Junio 1998. Sagar; INIBAP; Universidad de Colima; IICA.

Leach R. 1964a. Report on investigations into the cause and control the new banana disease in fiji, black leaf streak. Leg. Coun. Fiji. Coun 20 p

Leach. R 1964 A new form at banana leaf spot in fiji, black leaf streak. 60-64 p in world crops.

Madrigal A, 1990. CGA Z45704. A new plant activator to improve natural resistence of banana against black sigatoka (Mycosphaerella fijiensis) 266-274p. in proceeding XIII ACORBAT meeting. Guayaquil. Ecuador.

Ministerio de la Agricultura, 1990. Indicaciones generales para el control de la sigatoka negra en el cultivo del plátano en Cuba. CIDA. 15 p.

Mourichon X & M. F. Zapater, 1990. Obtention in vitro du stade. Mycosphaerella fijiensis forme parfaite de cercospora fijiensis. Fruits 45 (6): 553-557p.

Mourichon X & R. A Fullerton, 1990. Geographical distribution of the twos pecies Mycosphaerella musicola. Leach (cercospora musae) and Mycosphaerella fijiensis (cercospora fijiensis), respective agents of sigatoka disease in banana and plantains, fruits. 45 (3): 213-218p

Muiño. B., L. Pérez & M. Iglesias, 1993. Reduced sensitivity to propiconazole in (Mycosphaerella fijiensis) from banana plantation in Cuba. 54p in proceeding of the 6th international congress of plant pathology, Montreal.

Martínez. G., J. Hernández & Aponte, 2000. Distribución y epidemiología de la sigatoka negra en venezuela. Serie C. 48 FONAIAP. Fundacite guayana. 50p

Orzcos- Santos M, 1998. Manejo integrado de la sigatoka negra del plátano. SAGAR, INIFAP, CIPAC. Campo experimental tecomán, Colima, méxico. Folleto técnico N01 División Agrícola 95p

Orozcos-Santos M., farías larios. J. Manzo. Sánchez. G y gúzman. González. S, 2001. La sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis Morelet) in México. Infomusa, La revista internacional sobre banano et plátano vol 10 (1): 33p

Pérez . L & F. Mauri, 1992. Efecto de la temperatura sobre la velocidad del crecimiento de (Mycosphaerella fijiensis) " in vitro". Determinación de la temperatura cardinales para el crecimiento y desarrollo del patógeno. 24-25p in IV seminario científico del INIVIT, Cuba.

Pérez L. A. Hernández. E. Abreu, F. Mauri & A Porras, 1993ª. Epidemiología de la sigatoka negra. Informe final Intituto de investigaciones de Sanidad vegetal. Ministerio de la Agricultura, Cuba 39p.

Pérez. L F., Mauri, B. & G. García, 1993c. Efficacy of EBI’S fungicide in the control of Mycosphaerella fijiensis on bananaand plantains wiht treaments based on stage of evolution of the disease (biological warings)in Cuba. 55p in proceedings of the 6th international congress of plant pathology, Montreal.

Pérez L. & A. Batlle, 1993. Monitoring procedure to determine propicinazole resistence in mycosphaerella fijiensis. 90p in proceedings of the 6th international congress of plant pathology, Montreal.

Pérez L. A. Hernández. E. Abreu, 1995. Manejo intregarado de la sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis) en bananos. Balance de cuatro años de tratamientos mediante señalización bio-climática. 23p in Informe INISAV, Cuba.

Pérez. L, 1996. Manual para el manejo integrado de la sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis) y sigatoka amarilla (Mycosphaerella musicola) en banano y plátano. Proyecto FAO-Ministerio de la Agricultura TCP/CUB/4454. 56p

Pérez. V. L, 1998. Control de la sigatoka negra en Cuba: Un enfoque de manejo integra do de la enfermedad. INFOMUSA. La revista internacional sobre bananos y plátanos 7 (1): 26-30p

Ploetz R, 2000. La enfermedad más importante del banano y el plátano una brebe introducción a la historia, importancia y manejo de la sigatoka negra. 117p in reunión ACORBAT 2000. Memorias, mesa redonda sigatoka negra.

Riveros A. S & P. Lepoivre, 1998. Inductores exógenos asociados con los mecanismos de defensa a la sigatoka negra del banano 126-132p in memorias primer simposio internacional sobre sigatoka negra.

Rodes. A, 1964. A new disease in fiji. Commonwealth phytopathologycal news (kew) 10: 30-41p

Romero R. A & D. Marín, 1990. Observations on the sencitivity of the (Mycosphaerella fijiensis) monitoring method to triazole fungicidas 100-106p in sigatoka leaf spot disease of banana (fullerton, R. A y Stover. R. H, eds), proceeding of on international work shop held at San José, Costa Rica, march 28 , april 1, 1989. INIBAP montpellier, France.

Romero. R. A & T. B. Sutton, 1997. Sensitivity of (Mycosphaerella fijiensis) causal agent of black sigatoka of banana, to propiconazole. Phytopathology 87: 96-100p

Romero R. A & T. B Sutton, 1998. Characterization of benomyl resistance in (Mycosphaerella fijiensis) cause of black sigatoka of banana, in Costa Rica. Plant disease 82: 931-934p

Stover R. N, 1971. Banana, plantain and abaca diseases commonwealth mycological institute, kew, Surrey, England 316p

Stover R, 1979. Field observations on benomyl tolerance in ascósporas of (Mycosphaerella fijiensis) var. Difformis. Trans.Br. mycal. Soc. 69: 500-502p

Stover R, 1984. Las manchas producidas por la sigatoka en hojas de plátanos y bananos. Curso internacional de reconocimiento, diagnóstico y control de sigatoka negra del plátano y banano. Mayo 14-18p. Tulenapa-Colombia 15p

Stover R. H, 1990. sigatoka leaf spot: thirty years of changing control strategies; 1959-1989., 66-74p in sigatoka leaf spot diseases of banana: proceending of on international workshop held at San José, Costa Rica, March 28-april 1. 1989. INIBAP. Montpellier, France.

Sticher L. , B. Mauch- mani & J. P. Métroux, 1997. systemic acquired resistence. Annual review of phytopathology 35: 253-270p

Vidal. A, 1992. sigatoka negra en Cuba. Nuevos focos de plagas y enfermedades. Boletín fitosanitario de la FAO 40 (1-2): 46

Wielemaker. F, 1990. practical notes on black sigatoka control. 107-114p in sigatoka leaf spot disease of banana (Fullerton, R. A y Stover, R. H eds). Proceeding of on international workshop help at San José, Costa Rica, march 28- April 1, 1989. INIBAP, Montpellier, France.

www.ceniap.gov.ve/bdigital/monografias/banano/contenido/sigatoka

 

Ing. Guillerbenis Vega Torres

Instituto de Investigaciones Agropecuarias " Jorge Dimitrov"

Carretera a Manzanillo km 16 Peralejo.

Bayamo M.N, Granma. Cuba.

Partes: 1, 2
 Página anterior Volver al principio del trabajoPágina siguiente