Manual de colección y transporte de muestras microbiológicas (página 2)
Enviado por Lic. Eric Caballero J
Los hisopos y sistemas tipo Culturette son los menos deseables para este fin.
Nunca refrigere una muestra por anaerobios.
Coleccione un apropiado volumen de muestra. Insuficiente material puede ser causa de resultados falso-negativos.
Identifique cada muestra con el nombre del paciente, número de identificación personal ( Número de seguro social o Cédula de identidad personal ), procedencia, tipo de muestra, fecha de colección e iniciales del funcionario que tomó la muestra.
Coloque la muestra en un receptáculo adecuado para su transporte con el fin de asegurar la sobre vivencia del posible agente infeccioso, evitar derrame del espécimen y mantener las medidas de bioseguridad apropiadas.
Anote en el formulario cualquiera información de interés, tales como si el paciente es inmunosuprimido o si recibe drogas inmunosupresoras, si recibe antibióticos, diagnóstico presuntivo, interés en algún germen, etc.
El hisopo en la colección del espécimen
¨ La apropiada cantidad de muestra y su transporte rápido y apropiado, son el inicio de un resultado valedero ¨
Bacterias Aeróbicas: Algodón, dacrón, alginato de calcio, son aceptables.
Bacterias Anaeróbicas: Tejido o aspirado es recomendado, preferiblemente en jeringuilla con sello en la punta. No utilice hisopo, a menos que sea especial para el transporte de anaeróbicos.
Chlamydia: Dacrón o alginato, pero no algodón.
Virus: Algodón o dacrón, pero no alginato. Evite palillos de madera.
Hongos: No recomendados.
ORIGEN DE ESPECIMENES QUE PUEDEN SER CONTAMINADOS DURANTE LA COLECCIÓN
SITIO FUENTE DE CONTAMINACIÓN
Oido medio ………………………………………….. Canal oido externo
Tracto respiratorio inferior …………………….. Orofarínge
Senos nasales ……………………………………….. Nasofaringe
Vejiga ………………………………………………….. Uretra y perineo
Endometrio ……………………………………………Vagina
Herida superficial ……………………………………Piel y membranas
HISOPOS NO ACEPTABLES
1. Hisopo de oido medio rotulado ¨oido¨.
2. Hisopo nasal o senos paranasales rotulado ¨senos¨.
3. Hisopo de cultivo anaeróbico rotulado ¨herida¨.
4. Hisopo de fluidos corporales.
¨ Nosotros necesitamos una muestra, no un hisopo de una muestran ¨
2- GUIA RESUMIDA PARA LA COLECCIÓN DE ESPECIMENES CLINICOS:
1. ABSCESOS , FÍSTULAS y HERIDAS:
Limpie la superficie del absceso o herida con solución salina estéril o alcohol etílico al 70%.
Si el absceso es cerrado, preferiblemente aspire con aguja la muestra de la base o de la pared de la lesión Cultive por anaerobios también.
En caso absceso abierto, fístula o herida, introduzca un hisopo profundamente dentro de la lesión, sin tocar el área superficial ya que puede introducir en la muestra bacterias que están colonizando la superficie y no están envueltas en el proceso infeccioso.
No cultive lesiones secas, a menos que esté presente el exudado.
Puede refrigerar la muestra por 1 hora antes de enviar al laboratorio.
No envíe solo pus, ya que ésta no es representativa de la lesión. La base y bordes activos de la lesión son más apropiados.
2. HEMOCULTIVOS:
Desinfecte el tapón de caucho del frasco de hemocultivos con alcohol etílico al 70%. No utilice solución de yodo para limpiar el caucho.
Desinfecte el sitio de la venopunción con alcohol etílico al 70% y luego con una preparación de yodo en círculos concéntricos hacia fuera del sitio elegido. Espere que el yodo seque y realice la punción sin palpar de nuevo.
Coleccione la muestra de sangre a razón de 1-5 ml para niños y 5-10 ml para adultos en cada frasco. El volumen de sangre a cultivar es el factor más importante en la recuperación del microorganismo.
Cada frasco debe ser servido con una punción diferente a diferentes horas, a menos que utilice a la vez frascos para organismos aeróbicos y anaeróbicos. No llenar todos los frascos con sangre provenientes de una sola punción.
No tomar sangre del catéter, a menos que se esté realizando un estudio epidemiológico.
Los frascos de sistemas computarizados como Bactec o BacT/Alert deben ser especialmente enviados al laboratorio inmediatamente después de ser llenados, debido a que ellos contienen un marcador de fluorescencia que la computadora debe medir al inicio de la evaluación de los frascos para obtener una medida inicial de fluorescencia. En caso contrario, la medida inicial será muy alta y el sistema demorará más en detectar los casos positivos.
3. QUEMADURAS :
Limpiar y desbridar la superficie de la quemadura antes de proceder a coleccionar la muestra.
Una pequeña cantidad de tejido puede ser apropiada para el cultivo.
Si hay supuración utilice un Culturette.
Solicite cultivo aerobio solamente.
Quemadura de tercer grado
4. CATETER :
Limpie la piel alrededor del catéter con alcohol etílico al 70%.
Asépticamente remueva el catéter y corte de 3 a 5 cm de la punta distal y colóquela en un tubo o envase estéril sin medio de cultivo.
Transporte inmediatamente al laboratorio para prevenir la desecación.
Catéteres i.v aceptables para cultivos semicuantitativos son:
Central, CVP, Hickman, Broviac, periférico, arterial, umbilical, hiperalimentación, Swan-Ganz.
5. LIQUIDO CEFALORRAQUIDEO :
Desinfecte con tintura de yodo al 2%.
Inserte una aguja con estilete en el interespacio L3-L4, L4-L5 ( niños )
ó L5-S1.
Mida la presión del líquido.
Coleccione de 1 – 2 ml de LCR en 3 tubos estériles previamente rotulados.
Si no logra obtener suficiente líquido, envíe lo colectado al laboratorio de microbiología primero.
Envíe inmediatamente al laboratorio.
Nunca refrigere el líquido cefalorraquídeo.
En la requisición con los datos del paciente indique la edad y si ha habido antibioterapia previa.
6. ULCERA DE DECUBITO:
Limpie la superficie con solución salina estéril.
Tome una muestra de biopsia de tejido o un aspirado con jeringuilla de la lesión.
Un hisopo no es la mejor escogencia para colectar la muestra, sin embargo, cuando no es posible de otra forma, presione vigorosamente el palillo en la base de la lesión para tomar la muestra.
7. OIDO:
La timpanocentesis está reservada para casos complicados, recurrentes, que no responden a la antibioterapia y otitis media crónica.
El espécimen de escogencia es un aspirado del tímpano, ya que éste fluido representa el proceso infeccioso, no así la flora del canal externo del oído.
El hisopo no es recomendado para la colección de muestra para diagnosticar otitis media, ya que puede contaminarse con la flora externa. Solo en caso de rompimiento de tímpano, se puede usar el hisopo para recoger el líquido.
En éste caso se debe limpiar previamente con un antiséptico el canal del oído externo.
Indique en la orden médica si se trata de secreción de oído interno, o externo o líquido de timpanocentesis.
No refrigere la muestra.
No solicite cultivo por anaerobios.
Transporte la muestra rápidamente al laboratorio.
8. OCULAR :
Tome muestra de cada ojo con diferentes hisopos previamente humedecidos con solución salina estéril, rotando el algodón por la superficie de la conjuntiva.
Esto es independiente de que solo un ojo esté infectado, ya que la muestra del ojo sano puede servir de control de la flora normal del paciente, y compararlo con el reporte del ojo infectado.
Indique en la muestra, los medios y la orden médica, si es ojo derecho o izquierdo.
Inocule directamente en medios de agar chocolate, agar sangre, sabouraud-dextrosa agar y tioglicolato.
Utilice otro hisopo para colectar muestra para frotis, el cual debe ser inmediatamente colocado en la placa.
En el caso de raspado corneal, el método es el mismo, solo que se utiliza una espátula estéril para realizar el raspado de la lesión, y se adiciona una placa para frotis por KOH.
No utilice el término "ojo" o "ocular" para identificar la muestra. Sea más específico al describirla: Secreción conjuntival, secreción corneal, secreción acuosa o vítrea.
9. NASAL :
Inserte un hisopo humedecido con solución salina estéril +/- 2cm dentro de la fosa nasal.
Rote el hisopo contra la mucosa nasal.
Envíe al laboratorio
El cultivo de la fosa nasal anterior, solo está reservado para la detección de portadores de Stafilococcus aureus y/o Estreptococos betahemolíticos o en caso de lesión.
No refrigere la muestra.
El cultivo nasal no predice el agente etiológico de infecciones en oído medio o el tracto respiratorio inferior.
No cultive por anaerobios.
10. NASOFARINGEO:
La muestra debe ser tomada evitando la contaminación con la flora nasal u oral.
Lentamente inserte un hisopo de alginato de calcio dentro de la Nasofarínge posterior, vía las fosas nasales. Puede usar un especulo.
Rote lentamente el hisopo para absorber secreción.
Inocule en medios de agar sangre y agar chocolate en el sitio o envíe al laboratorio.
La muestra nasofaríngea es muy útil para detectar portadores de Meningococos o en caso de sospecha de tos ferina. En éste último caso informar previamente al laboratorio para la preparación del medio Bordet-Gengou.
El cultivo rutinario de la Nasofarínge no es recomendado.
11. FARINGE :
Utilizando un depresor, presione la lengua hacia abajo para observar el fondo de la faringe y el área tonsilar para localizar el área de inflamación y exudado.
Utilizando un hisopo de alginato de calcio o de Dacrón, rote el mismo sobre el área de exudado, las tonsilas y faringe posterior.
No toque el resto del área de la cavidad oral o los dientes.
Envíe al laboratorio.
Si el transporte demora, refrigere el Culturette por 1 hora.
No solicite frotis directo de faringe.
Indique si requiere cultivo o prueba directa de detección de antígenos.
Indique si hay sospecha de otro patógeno diferente a Estreptococos betahemolíticos (Ejemplo N. Gonorrhoeae).
El cultivo de faringe está contraindicado en pacientes con epiglotis inflamada.
12. ESPUTO POR EXPECTORACION :
El esputo podría no ser la muestra apropiada para determinar el agente etiológico de neumonía bacteriana. La sangre, el lavado bronquial o el aspirado transtraqueal son más seguros.
Es recomendable que la muestra sea tomada en la mañana al levantarse.
Coleccione la muestra bajo supervisión de la enfermera o el médico.
Haga que el paciente se enjuague la boca con agua antes de expectorar, para remover la flora superficial oral.
Si el paciente tiene dentadura postiza, se la debe quitar.
Instruya al paciente para que tosa con fuerza y profundo, tal que obtenga un esputo que provenga del tracto respiratorio inferior.
Depositarlo directamente en un envase estéril.
No colecte saliva. No colecte fluido post-nasal.
Para pacientes pediátricos que no pueden producir la muestra apropiada, un terapista respiratorio puede colectar la muestra por succión.
Si la muestra no puede ser llevada al laboratorio, puede refrigerarse.
Indique en la orden médica los microorganismos de interés, ya sea por bacterias, hongos o micobacterias, cada una con un formulario diferente.
13. ESPUTO INDUCIDO :
Haga que el paciente se enjuague la boca con agua.
Con ayuda de un nebulizador, haga que el paciente inhale 25 ml de solución salina estéril al 3-10%.
Colecte el esputo inducido en un envase estéril.
14. ASPIRADO TRAQUEAL :
Colecte el espécimen a través de una traqueotomía o tubo endotraqueal.
Con cuidado pase el catéter de polyetileno a través del sitio dentro de la tráquea.
Aspire el material de la tráquea utilizando una jeringuilla o un succionador intermitente.
Remueva el catéter y descarte la jeringuilla.
Envíe al laboratorio.
No refrigere la muestra.
15. ASPIRADO TRANSTRAQUEAL :
Utilice este método cuando su resultado puede influir grandemente en la terapia, cuando los procedimientos no invasivos no han sido productivos, cuando la infección no está siendo controlada, cuando se sospeche infección por anaerobios o cuando el paciente está comatoso.
Anestesie la piel del sitio de la colección y prepare el área.
Inserte una aguja calibre 14 a través de la membrana cricotiroidea.
Pase un catéter de polyetileno calibre 16 a través de la aguja y dentro de la tráquea inferior. Remueva la aguja.
Aspire la secreción con una jeringuilla de 20 ml o un succionador.
Si la secreción es escasa, inyecte de 2 a 4 ml de solución salina estéril para inducir la tos, lo que usualmente produce un adecuado espécimen.
Envíe el envase colector con el tubo incrustado al laboratorio prontamente.
Evite la entrada de aire al envase colector.
No refrigere la muestra.
16. MUESTRA POR BRONCOSCOPIA :
Colecte el espécimen vía broncoscopio.
El cepillado bronquial es preferido al lavado, ya que el lavado es más diluido.
Anestesie el área con Lidocaina al 2% preferiblemente.
Haga que el paciente inhale por la boca y exhale por la nariz.
Lubrique ambas fosas nasales con Xylocaina en jalea.
El paciente pudiera necesitar Demerol intravenoso para tolerar el broncoscopio.
Lubrique el broncoscopio con Xylocaina al 2% en jalea, evitando la punta distal.
Introduzca el broncoscopio intranasalmente.
PARA LAVADO BRONQUIAL
Sujete una trampa de Lukens al broncoscopio.
Introduzca 10 ml de solución salina no bacteriostática a través del canal abierto.
Succione el material afuera.
Selle el tubo de la trampa y envíe al laboratorio.
PARA CEPILLADO BRONQUIAL
Utilice un broncoscopio de doble lumen.
Inserte la brocha citológica dentro del canal abierto del broncoscopio y avance.
Empuje la brocha fuera de su protector y realice el cepillado.
Jale la brocha hacia dentro de su protector y remueva la unidad de brocha completa.
La brocha se seca al aire rápidamente lo cual es negativo para el cultivo.
Coloque la brocha dentro del tubo de transporte conteniendo salina o
Ringer"s lactato.
Envíe al laboratorio inmediatamente.
Si desea estudio por micobacterias, puede colocar la brocha dentro de un tubo conteniendo 10 ml de caldo de Middlebrook 7H9.
PARA LAVADO BRONQUIO-ALVEOLAR :
Sujete una trampa de espécimen de 70 ml al broncoscopio.
Introduzca 100 ml de salina no bacteriostática a través del canal en pociones de 20 ml.
Después de la tercera o cuarta inyección de salina, reemplace la trampa de 70 ml por una de 40 ml..
Envíe las trampas al laboratorio o 10 ml de líquido de cada una en tubos estériles.
COMENTARIO: El mayor problema con el lavado bronquial, es la inhibición de las bacterias por la solución anestésica.
El cepillado bronquial solamente obtiene 0.001 ml de muestra, por lo que la brocha debe ser rápidamente colocada en el líquido de transporte para evitar la desecación.
La muestra colectada vía broncoscopio puede ser fácilmente contaminada con la flora oral. Esto puede reducirse utilizando un broncoscopio de triple lumen.
El lavado bronquioalveolar es preferido especialmente cuando el cultivo de esputo no ha sido satisfactorio.
El análisis cuantitativo de la muestra por lavado, es clínicamente mas relevante que el análisis de la muestra de esputo. Con éste fin, el Laboratorio de microbiología cuenta con un protocolo de procedimiento para el estudio cuantitativo de éstas muestras.
17. ORINA POR VACIADO DIRECTO :
Se recomienda recoger la primera orina de la mañana al despertar.
Lave con jabón los genitales y abundante agua. Secar.
Dejar escapar la primera porción de orina y a continuación recoger la muestra directamente en un envase estéril.
Enviar inmediatamente al laboratorio. Si no se puede, refrigerar la orina.
No utilizar orina de receptáculos.
NO utilizar orina de pool de 24 horas .
No solicitar cultivo por anaerobios.
El frotis directo por Gram de orina de mujeres recolectadas por vaciado directo, no es del todo confiable, ya puede estar contaminado por microorganismos de la flora normal vaginal.
Bolsa pediátrica
18. ORINA POR CATETERIZACION :
Limpie la porción del capilar donde se va a tomar la muestra de orina con alcohol etílico al 70 %.
Inserte la aguja dentro del capilar y colecte la orina dentro de la jeringuilla.
Transfiera la orina a un envase estéril.
Enviar inmediatamente al laboratorio. En caso contrario refrigerar la orina.
La colección de la orina por cateterización uretral tiene algún riesgo de forzar hacia la vejiga, parte de la flora normal uretral durante la inserción del catéter.
No recoja orina de la bolsa del catéter.
No desconecte el catéter de su bolsa durante la colección de la muestra.
Paciente con catéter por 48h – 72h pueden ser colonizados con múltiples aislamientos.
Indique en la orden médica si la orina ha sido colectada por catéter.
19. ORINA POR ASPIRACION SUPRAPUBICA :
Descontamine y anestesie el área de la punción.
Introduzca la aguja calibre 22 dentro de la vejiga entre el pubis y el ombligo.
Aspire alrededor de 20 ml de la vejiga y transfiera la orina asépticamente a un envase estéril o tape la aguja y envíe la jeringuilla.
Enviar inmediatamente al laboratorio, o refrigerar.
Esta técnica evita la contaminación de la orina por microorganismos de la uretra o perianales.
Es útil cuando se sospecha infección por anaerobios, en pacientes pediátricos si hay problema en la colección de la orina, pacientes con trauma en la médula espinal y en general en aquellos en que el método del vaciado directo o cateterización no ha sido posible.
Indique en la orden médica cuando la orina ha sido colectada por punción suprapúbica.
20. HECES :
Coloque la muestra dentro de un envase limpio, con cierre hermético y no necesariamente estéril.
No cultive si la muestra es dura o bien formada.
No se recomienda el uso de Culturette, salvo para infantes y pacientes con diarrea activa. Si lo utiliza, recolecte mas de 2 g de muestra.
Para estudios por Rotavirus y Cl. difficile, envíe solo muestra diarreica, y no utilice hisopo.
21. OTROS LIQUIDOS CORPORALES : LIQUIDO ABDOMINAL, ASCITICO, BILIS, SINOVIAL, PERITONEAL, PERICARDICO, PLEURAL, PARACENTESIS Y TORACICO :
Desinfecte el área con tintura de yodo al 2%.
Obtenga la muestra vía aspiración con aguja percutanea o cirugía.
Transporte inmediatamente al laboratorio.
Puede enviar la muestra para cultivo inoculándola en una botella para hemocultivos.
Siempre envíe una apropiada cantidad de líquido, dependiendo de las pruebas que requiera.
Nunca envíe la muestra en hisopo.
22. LIQUIDO AMNIÓTICO:
Coleccione por aspirado vía amniocentesis, cesárea o catéter intrauterino.
Aspiración de la membrana vaginal no es aceptable debido a contaminación por la flora vaginal normal.
Puede enviar en un tubo estéril o en un sistema de transporte para anaerobios.
23. SECRECION DE GLANDULA DE BARTHOLINO :
Desinfecte la piel con una preparación de iodo.
Pus por absceso de la glándula puede ser colectado por palpación digital del ducto.
Aspire el líquido del ducto preferiblemente con aguja y jeringuilla.
Puede utilizar un sistema de transporte para anaerobios.
24. CERVICAL O ENDOCERVICAL :
Visualice el cerviz utilizando un especulo sin lubricante.
Remueva la mucosa y secreción del canal con un hisopo y descártelo.
Con un nuevo hisopo estéril de alginato de calcio, dacrón o algodón no tóxico, obtenga muestra del canal endocervical.
Preferiblemente inocule la muestra en un plato de Thayer-Martin y el resto envíelo al laboratorio.
Con otro hisopo coleccione muestra para colocarla en una placa para frotis.
Un cultivo anal puede ser colectado para acompañar la muestra cervical cuando se sospecha N.gonorrhoeae, ya que el recto podría ser el único sitio positivo post-tratamiento.
No refrigere la muestra. Envíe pronto al laboratorio de microbiología.
25. VAGINAL :
El cultivo rutinario de secreción vaginal no es apropiado debido a la presencia de alto número de microorganismos saprófitos en el área que hacen difícil la interpretación del cultivo.
Descarte el exceso de secreciones externas
Obtenga la secreción de la mucosa vaginal con un palillo estéril no tóxico o con una pipeta.
Con otro palillo obtenga muestra y colóquela en una placa para frotis directo.
Esta placa puede servir también para confirmar vaginitis bacteriana.
No solicite cultivo por anaerobios.
26. SECRECION URETRAL DAMAS :
Colecte la muestra al menos 1 hora después que el paciente a orinado.
Remueva el exudado del orificio uretral.
Colecte la descarga de material en un hisopo no tóxico por masaje de la uretra.
Si no hay descarga, lave la uretra externa con jabón Betadine y enjuague con agua. Inserte un hisopo 2 a 4 cm dentro de la uretra y rote el palillo.
Envíe la muestra rápidamente al laboratorio.
27. SECRECION PROSTATICA:
Colecte la muestra al menos 1 hora después que el paciente a orinado.
Limpie la glándula con jabón antiséptico y agua.
Proceda a masajear la próstata a través del recto.
Coleccione el fluido en un hisopo estéril y no tóxico o en un tubo estéril.
Es muy útil también para recuperar gonococos, el cultivo de orina después del masaje prostático.
28. SECRECION URETRAL VARONES :
Colecte la muestra al menos 1 hora después que el paciente a orinado.
Inserte un hisopo urogenital 2-4 cm dentro del lumen de la uretra.
Rote el hisopo..
Preferiblemente inocule directamente en un medio de Thayer-Martin.
Utilice otro hisopo para tomar muestra para el frotis directo.
La placa debe ser hecha en el sitio.
No refrigere la muestra.
Envíe rápidamente al laboratorio.
No solicite cultivo por anaerobios.
1. La mayoría de las especies bacterianas son vulnerables a demoras en
su procesamiento, cambios de temperatura, humedad, etc. Durante el transporte las bacterias de rápido crecimiento, pueden crecer sobre los patógenos más fastidiosos y de crecimiento lento o con requerimientos especiales, por lo que es vital en el éxito del cultivo que la muestra sea transportada y procesada con la celeridad necesaria.
2. Todas las muestras deben ser enviadas inmediatamente al laboratorio después de colectadas. Se debe instruir al personal médico, de enfermería y mensajeros en la importancia de un transporte expedito de las muestras clínicas.
3. En los casos en que el transporte o el proceso pudieran demorar, se establecen a continuación las condiciones de temperatura para algunos tipos de muestras:
MANTENIMIENTO A 4 °C :
Tejido de autopsia, lavado bronquial, catéter i.v , Biopsia de pulmón ,
Líquido pericardico, esputo, orina., quemaduras, oído externo.
MANTENIMIENTO A TEMPERATURA AMBIENTE :
LCR, Líquido sinovial,, abdominal y amniótico, bilis, cul-de-sac, aspirado de pulmón, lesión, placenta, nasal, aspirado transtraqueal, orina suprapúbica, raspado corneal, sangre, humor vítreo, médula ósea, cérvix, conjuntiva, genitales, heces, nasofaríngeo, tracto respiratorio superior., heridas, cultivos por anaerobios, ocular, genital, oído interno.
4. En general no guarde una muestra por mas de 24h bajo ninguna condición.
Sin embargo, los virus permanecen estables por 2 a 3 días en medios de
transporte apropiados.
5. El transporte óptimo de la muestra depende en gran parte del volumen obtenido. Mientras menor sea su volumen, con mayor rapidez debe transportarse.
6. Microorganismos sensitivos a las condiciones ambientales, como N. meningitidis, N. gonorrhoeae y H. Influenzae se recomienda sembrar directamente en platos en el sitio de colección, de la muestra.
7. Si se anticipa que habrá demora en el envío de la muestra o si el cultivo ha de ser enviado a otro laboratorio, se recomienda utilizar medios de transporte adecuados como Stuart, Amies o Cary-Blair. No enviar hisopo.
No deje de tener en cuenta que los medios de transporte están formulados para mantener la viabilidad de los microorganismos, sin embargo, algunos podrían no sobrevivir en un medio pobre en elementos nutricionales específicos.
8. Siempre que sea posible, las muestras deben ser enviadas directamente al laboratorio de microbiología, sin utilizar las áreas de recibo central u otros departamentos del laboratorio.
9. Nunca refrigere muestras para el estudio de anaerobios.
Criterios de rechazo de muestras clinicas
El personal del laboratorio debe tener siempre presente que los especímenes clínicos que son enviados para su evaluación, representan elementos de suma importancia en la detección, evaluación y control de enfermedades potencialmente activas que aquejan al paciente y que la rapidez y eficiencia con que se logre obtener información de utilidad clínica de las mismas, tendrá directa repercusiones en la salud del paciente, el manejo racional y adecuado de los recursos del laboratorio, la seguridad del resto de los pacientes y el personal que allí labora, el control de los antibióticos, el tiempo de hospitalización, disminución de costos de operaciones y en general la credibilidad del laboratorio y el hospital en general.
Por todo lo anterior las muestras que son recibidas por el laboratorio, deben ser apropiadamente colectadas, transportadas y procesadas. Estas muestras deben representar la probable infección, de lo contrario el procesamiento y reporte de muestras no adecuadas puede proveer información equivocada, lo cual puede llevar a un mal diagnóstico y por consiguiente fallas en el tratamiento que puede poner en peligro la vida del paciente.
Consecuentemente, el laboratorio debe poner en ejecución una política estricta de aceptabilidad y rechazo de muestras clínicas.
Causales de rechazo de muestras clínicas:
a) Muestras no rotuladas o sin identificación.
b) Discrepancia en la identificación del paciente y la muestra.
c) Inapropiado envase o inapropiado medio de transporte.
d) Demora prolongada en enviar la muestra al laboratorio.
e) Duplicación de muestra del mismo paciente dentro de 24h,
excepto sangre.
f) No indicar tipo de muestra o procedencia.
g) No indicar tipo de examen en la orden.
h) Muestra con preservativos.
i) Muestra derramada o rotura del envase.
j) Hisopos secos.
k) Un solo Culturette con múltiples ordenes.
l) Muestra para anaerobios en envase inapropiado.
m) Cultivo por anaerobios de muestras con flora anaeróbica normal.
n) Frotis de Gram por N. gonorrhoeae de muestras de cérvix, vagina y cripta anal.
o) Cultivo por anaerobios de orina colectada por vaciado directo.
p) Orina colectada de la bolsa del catéter.
q) Saliva.
r) Frotis directo por Gram de hisopos.
s) Volumen inadecuado.
t) Contaminación obvia de la muestra.
Muestras desaprobadas debido a su cuestionable información clínica
a) Hisopo superficial oral.
b) Hisopo de decúbito.
c) Hisopo de úlceras varicosas.
d) Hisopo de lesión superficial gangrenosa.
e) Contenido de vejiga.
f) Vómito.
g) Punta de catéter Foley.
h) Descarga de colestomía.
i) Loquios.
j) Aspirado gástrico de recién nacido.
k) Frotis faríngeo o nasal.
Muestras no adecuadas para cultivo por anaerobios:
a) Lavado bronquioalveolar desprotegido.
b) Hisopo cervical.
c) Aspirado endotraqueal.
d) Loquios.
e) Hisopo nasofaríngeo / Secreción faríngea.
f) Líquido seminal o prostático.
g) Esputo por expectoración o inducido.
h) Heces o muestra rectal.
i) Secreción uretral / hisopo vaginal o vulvar.
j) Orina por vaciado directo o catéter.
1. A Guide to Specimen Management in Clinical Microbiology.
J. Michael Miller.
A.S.M Press, 1998, American Society for Microbiology.
Wsahington DC
2. Essential Procedures for Clinical Microbiology.
Henry Isenberg – Editor in Chief.
A.S.M Press, 1998, American Society for Microbiology,
Washington DC
3. Manual of Clinical Microbiology.
7 Edition, 1999, Patrick Murray – Editor in Chief.
A.S.M Press, American Society for Clinical Microbiology,
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4. Laboratory Diagnosis of Urinary Tract Infections.
Cumitech 2B. Cumulative Techniques and Procedures in Clinical Microbiology.
Coordinating Editor Alice Weissfeld.
ASM Press. American Society for Microbiology.
5. Laboratory Diagnosis of Lower Respiratory Tract Infections.
Cumitech 7A. Cumulative Techniques and Procedures in Clinical
Microbiology.
Coordinating Editor John Washington II.
ASM Press. American Society for Microbiology.
6. Laboratory Diagnosis of Mycobacterioses.
Cumitech 16A. Cumulative Techniques and Procedures in Clinical Microbiology.
Coordinating Editor Alice Weissfeld.
ASM Press. American Society for Microbiology.
7. Laboratory Diagnosis of Bacterial Diarrhea.
Cumitech 12A. Cumulative Techniques and Procedures in Clinical Microbiology.
Coordinating Editor Frederick Nolte.
ASM Press. American Society for Microbiology.
8. Blood Cultures III.
Cumitech 1B. Cumulative Techniques and Procedures in Clinical Microbiology.
Coordinating Editor Janet Hindler.
ASM Press. American Society for Microbiology.
9. Laboratory Diagnosis of Female Genital Tract Infections.
Cumitech 17A. Cumulative Techniques and Procedures in Clinical Microbiology.
Coordinating Editor Ellen Jo Baron.
ASM Press. American Society for Microbiology
10. Laboratory Diagnosis of Central Nervous System Infections.
Cumitech 14A. Cumulative Techniques and Procedures in Clinical Microbiology.
Coordinating Editor John Smith.
ASM Press. American Society for Microbiology
11. Laboratory Diagnosis of Gonorrhea.
Cumitech 4A. Cumulative Techniques and Procedures in Clinical Microbiology.
Coordinating Editor Carl Abramson.
ASM Press. American Society for Microbiology
12. Laboratory Diagnosis of Ocular Infections.
Cumitech 13A. Cumulative Techniques and Procedures in Clinical Microbiology.
Coordinating Editor Steven Specter.
ASM Press. American Society for Microbiology
13. Practical Anaerobic Bacteriology.
Cumitech 5A. Cumulative Techniques and Procedures in Clinical Microbiology.
Coordinating Editor Arne Rodloff.
ASM Press. American Society for Microbiology
Eric Caballero J.
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