Identificación, caracterización, y aislamiento in vitro de hongos fitopatógenos del Camu – Camu (página 2)

ENFERMEDADES REPORTADAS:

* Lasiodiplodia theobromae (Muerte regresiva)

L. theobromae es un parásito facultativo que generalmente infecta a sus plantas huéspedes penetrando a través de heridas y de tejidos en descomposición. El hongo es de aparición frecuente en las regiones tropicales y subtropicales, en donde ha sido identificado como la causa de enfermedades en aproximadamente 280 especies de plantas vasculares, entre las cuales destacan aguacate, algodón, cacao, café, caña de azúcar, caucho, mango, maní, pino, tabaco, etc. . RIVA 1997.

* Rosellinia sp. (Rosellinia).

Rosellinia sp. es otro hongo del suelo que puede producir daños en plantas jóvenes de vivero. Se encuentra en todos los suelos, en maderas muertas o en descomposición, necesitando humedad para su desarrollo. En plantas adultas, el hongo convive con la planta sin producir daños aparentes y donde podría producir daños, que son en plantones, es difícil que la planta llegue infectada desde el vivero debido a los cuidados de cultivo y controles que en ellos se efectúan. TCA 1997.

* Fumagina. Capnodium sp.

TCA menciona la presencia de fumaginas del genero Capnodium el cual se presenta asociado a insectos principalmente del orden homóptero, tanto en plantas de vivero como en plantaciones adultas.

• IV. Materiales y métodos

• UBICACIÓN Y DURACIÓN DE LA PRÁCTICA.

La práctica se realizó en dos fases: Fase de Campo.- la práctica se realizo en los distritos (Callería, Yarinacocha Y Campo verde) de la Provincia de Coronel Portillo. Departamento de Ucayali en los cuales esta concentrada más del 60% de las plantaciones establecidas de camu camu. Fase de Laboratorio.- Las muestras recolectadas fueron analizadas en el laboratorio de Fitopatología de la Universidad Nacional De Ucayali. La Evaluación tuvo una duración de 2 meses teniendo como inicio el 1 de marzo y como término el 1 de mayo del 2005.

3.2 METODOLOGIA DE LA PRÁCTICA.

3.2.1 CAMPOS VISITADOS.

Dentro de los campos que se visitaron la edad de las plantaciones varían entre 4 a 8 años de edad todas estaban en producción (ver Cuadro 01).

Cuadro 01: Ubicación de las de los lugares visitados por distritos, caseríos .

En cada una de estas parcelas se recolectaron muestras de hojas, frutos, tallos y raíces, colocadas en bolsas de polietileno, para ser llevados al laboratorio de Fitopatología de UNU, donde se procedió a la caracterización de la sintomatología y aislamiento e identificación del agente causal.

3.2.2 LABORATORIO

• A. AISLAMIENTO DE HONGOS.

1. Lavado y desinfección de tejidos afectados.

a. Partes subterráneas (raíces)

Se lavan con abundante agua corriente, con la ayuda de un cepillo suave. Luego de ser lavado se procede a cortar en trocitos y luego desinfectar en hipoclorito de sodio al 1 % por un tiempo de 2 minutos.

b. partes aéreas (hojas, tallos, frutos y flores).

Los tejidos aparentemente limpios no necesitan lavado, excepto el que se hace durante la desinfección, con hipoclorito de sodio al 0.5% por 1 minuto.

2. Siembras

La muestra colectada con síntomas característicos de la enfermedad del cual se desea aislar el agente causal debe estar lo suficientemente limpio y desinfectado. Cuando se trata de hojas se cortan porciones de 0.5 cm o menos en cuadrados que incluyan tejidos enfermos y aparentemente sanos. En el caso de tallos y raíces delgadas se hacen secciones de 0.5 cm de largo. La desinfección del tejido se realiza después de cortado las muestra en trocitos, estos se sumergen en vasos que contienen hipoclorito de sodio al 0.5-1 %. Para sembrar el material hay que secar en papel filtro estéril y luego dentro de la cámara de siembra se aísla en la placa de petri con el medio escogido. Por lo general se hacen cuatro siembras equidistantes en una placa petri.

• B. OBSERVACIÓN DE LAS PLACAS DE SIEMBRA.

Se observaron las placas todos los días porque algunos hongos crecen muy rápido. Todos los trozos inoculados pueden resultar en el crecimiento de un mismo hongo, pero por lo general se aprecia el crecimiento de varias colonias diferentes, distinguiéndose unos de otros por el color de micelio, tipo de desarrollo, postrado o algodonoso, etc. Muchas inoculaciones no desarrollaban. El hongo que predomina es el que merece mayor atención, pero no se deben descuidar a los otros, excepto que sean contaminantes usuales.

Una vez que el hongo de interés haya crecido unos 2 cm de su punto de origen o estén por hacer contacto con otras colonias que hubieran desarrollado en una misma placa, es el momento de trasportarlos del margen de avance a otras placas o tubos inclinados para su futura identificación y prueba de patogenicidad.

Cuando a simple vista no se distinguen adecuadamente similitudes y diferencias entre las colonias, se pueden observar los hongos por ambos lados de las placas, sin abrirlas, con un microscopio estereoscopio. Con el microscopio compuesto, a bajo aumento es posible ver a través del fondo las estructuras fungosas en el medio, las situadas en la superficie y aun las aéreas.

• C. IDENTIFICACIÓN DE ENFERMEDAD.

La identificación del agente causal requiere de la ejecución de varios pasos consecutivos que pueden variar según las circunstancias, pero generalmente consisten en lo siguientes.

• a. Observación de síntomas y signos (señas de patógenos sobre la planta).

• b. Observación de aislamiento de in vitro.

• c. Correlación de lo observado con la bibliografía pertinente como libros de Fitopatología general (Agrios 1995), ilustración de géneros imperfectos (Barnett & Barry 1972), Fitopatología "Experiencias en la amazonia Peruana" (Sánchez 2001).

• V. Resultados y discusión

4.1 Identificación de hongos:

De los siete lugares visitados, el Caserío Bellavista del distrito de Yarinacocha se identificaron el mayor numero de hongos que fueron ocho (8), mientras en el Caserío de Pucallpillo, el Km. 10 CFB (Fundo santa rita) se identificaron seis enfermedades, en el Km. 19 y 22 de CFB se identificaron cinco enfermedades, mientras en el Km 6 (UNU) se identificaron cuatro (4) enfermedades y en el Km. 44 CFB tres enfermedades, como se observa en el siguiente cuadro.

Cuadro N°2. Hongos identificados en ecosistemas aluviales. Pucallpa 2005.

Fuente: Autor

Cuadro N°3. Hongos identificados en ecosistemas de terrazas altas, Pucallpa 2005.

4.3 Caracterización de síntomas y del agente causal por órgano que parasita.

RAIZ:

A. Fusarium sp.

Identificación.

Reino : Mycetae

División : Eumycota

Sub división 3 : Deuteromycotina,

Clase : Hyphomycetes

Orden : Hyphales (Moniliales)

Familia : Tuberculariaceae,

Género : Fusarium sp.

Aspectos generales del género.

Fusarium sp, es una enfermedad que puede catalogarse como universal. Este es un hongo típico de suelo, que en zonas cálidas y húmedas causa marchitamiento de follaje. Esta enfermedad es causada por un hongo presente en el suelo, en condiciones ambientales favorables para el desarrollo de la enfermedad son: suelos moderadamente ácidos, sueltos y arenosos; temperatura elevada (más de 25ºC) y lluvias suficientes para la evolución normal de la planta Síntomas. Se ha observado en el caserío Bellavista del distrito de Yarinacocha; una planta adulta con los siguientes síntomas: amarillamiento general de las hojas que luego estos se marchitan, y hay una defoliación (ver figura 1), los frutos cuajados son escasos, poco desarrollados cuando y de maduración defectuosa. Estos síntomas se observan por que el hongo penetra por las raíces y se localiza en los vasos leñosos de éstas y del tallo, impidiendo o dificultando la ascensión y circulación de la savia, produciendo el pardeamiento del tejido leñoso. Y al momento de extraer la raíz de la planta se observo una decoloración algo rojizo opaco.

Figura 1. planta adulta de camu camu con síntomas de Fusarium sp. Ucayali, Perú 2005.

Pruebas realizadas en la laboratorio.

De las muestras que se trajeron del caserío, se realizaron las siguientes pruebas: Cámaras húmedas, luego de 4 días se observo crecimiento micelial de color blanco alrededor de las manchas de color pardizo, se realizaron montajes de estos para observaciones microscópicas, donde se observaron solamente microconidios unicelulares. Aislamiento in vitro de la raíz, estos al 3 día de incubación se observó un crecimiento micelial de color blanco (ver figura 2) del cual se realizaron observaciones microscópicas donde se observo microconidios unicelulares, elipsoidales, fusiformes, claviformes, piriformes o subglobosos, con una base redondeada o truncada en forma de pie, y conidióforos (ver figura 3:A,B,C,D) no observando los esporodoquios que es una característica de fusarium sp pero hay especies que no presentan, en algunos casos sólo constan de una célula conidiógena, en otros están ramificados.

Figura 2. Aislamiento de Fusarium sp in vitro (PDA) Ucayali, Peru 2005.

Figura 3. microfotografía: A: conidios sueltos (400x). B: Macroconidios (Mc).

C: macro y microconidios. D: conidioforo sosteniendo los conidios.(400x). Ucayali, Peru 2005.

B. Dinemasporium sp.

Identificación:

Reino : Mycetae

División : Eumycota

Subdivisión : Deuteromycotina.

Clase : Coelomycetes

Orden : Sphaeropsidales

Familia : Sphaeropsidaceae

Genero : Dinemasporium sp.

Este hongo es considerado como saprofito por lo que no se sabría decir si esta causando un daño directo a la planta o es un patógeno secundario por lo que hay seguir observando en las plantaciones. De las muestras de raíz de camu camu obtenidas en el Caserío Bellavista se sometieron a cámara húmeda, donde luego de 6 días, se observaron picnidios negros y superficiales, la cual se realizaron cortes horizontales de la raíz para las observaciones microscópicas. Donde se observa las setas de color negro (ver figura 4: A, B), conidios hialinos en forma de canoa que en los extremos tienes como unos agujones (ver figura 5:A,B). Ecología: en varias especies de la hierba, no comunes en la caña

Figura 4. Microfotografía A: B: setas y conidios sueltos alrededor (200x). Ucayali, Perú 2005.

Figura 5. Microfotografía A: B: Conidios característicos de Dinemasporium sp. (400x). Ucayali, Perú 2005.

• HOJAS

• A. Marssonina sp.

Identificación;

Reino : Mycetae

División : Eumycota

Subdivisión : Deuteromycotina.

Clase : Coelomycetes

Orden : Melanconiales

Familia : Melanconiaceae

Genero : Marssonina sp.

Síntomas:

En el camu camu se observa dos tipos de síntomas así como en plantas jóvenes como adultos estos síntomas son locales que generalmente se observa en hojas en formación o brotes nuevos, no encontrándose todavía en ramas.

Marssonina acérvulos grandes (Ver figura 6A); empiezan con pequeñas manchas cloróticas circulares de 2-4 mm. De diámetro sobre la superficie de las hojas, estas manchas se levanta formando pequeñas moteaduras cuyo centro se torna de color negro y rodeado de un halo amarillo pajizo (ver figura 7), estas pequeñas moteaduras coalecen formando manchas mucho más grandesal momento de romperse la epidermis da lugar a la salida de los acervulas (ver figura 9 A:B)que contienen los conidios hialinos bicelulares, ovoides o elongados (ver figura 10:A,B,C) , estos son liberados en el haz (ver figura 7) y también por el envés de la hoja del mismo acervulo (ver figura 8) y estos dispersados por el viento, las lluvias, en caso de restingas por los ríos y cuando se transporta material vegetal de un lugar a otro.

Marssonina acérvulos pequeños.-

Los síntomas que presenta son similares a los de Marssonina sp de acérvulos grandes la única diferencia radica en que estos presentan acérvulos más pequeños de unos 0.1 – 0.25 mm de diámetro (ver figura 4B), dando un aspecto de una lija fina, de acuerdo a dicho anteriormente este síntoma podría corresponder a una fase asexuada de Marssonina sp o también podría ser que pertenezca a otra especie. Las hojas infectadas se amarillean, se secan y finalmente mueren reduciendo el área fotosintética de las plantas y esto se manifiesta en el poco desarrollo de la planta, menor llenado de frutos y por ende menor rendimiento.

Figura 6. A: Síntoma de Marssonina sp. Acérvulos grandes, B: Síntoma de Marssonina sp. Acérvulos pequeños. Ucayali, Perú 2005.

Figura 7. Microfotografía de Acérvulos de Marssonina sp (ac)., Rodeado por un halo amarillo. . Ucayali, Perú 2005.

Figura 8: Microfotografía del corte transversal de un acervulo donde se observa que en el haz (H) y envés (E) de la hoja hay liberación de conidios. Ucayali, Perú 2005.

Figura 9. A: Microfotografía de la sección transversal de un acervulo de, Marssonina (100X) ts: Tejido sano Te: Tejido enfermo B: Liberación de conidios, Ac:acervulo, Cn: Conidios liberados. (400X) . Ucayali, Perú 2005.

Figura 10. A: Microfotografía sección longitudinal del acervulo donde se observa la disposición de los los conidios (Cd) (200 X) B: Microfotografía de la sección longitudinal del acervulo (400 X). C: Microfotografía de los conidios Ovoides y bicelulares. . Ucayali, Perú 2005.

De acuerdo a la revisión bibliográfica el género Marssonina.- presenta tres fases; una sexual y dos asexuadas; la forma sexual, denominada Drepanopeziza punctiformis, presenta unos apotecios sobre las hojas de 100-200 micras, que contienen ascas de 90- 115 micras de longitud por 11-14 micras de ancho, dentro de las cuales están las ascosporas, que miden 10-14 micras de longitud por 3-6 de anchura. Esta forma madura durante el invierno en las hojas caídas al suelo, en primavera diseminan las Ascosporas, para producir una primera infección. La forma asexuada 1, también denominada forma imperfecta, da lugar a la liberación de conidios procedentes de ramillos tiernos atacados en el año anterior. En el caso de la forma asexuada 2 produce acérvulos en las hojas, que miden de 210 a 400 micras, en un primer momento son en forma de manchitas amarillentas y posteriormente, presentan en el centro una manchita gris o blanquecina mucilaginosa, la cual, liberará los conidios, que tienen forma de pera y son bicelulares; reinfectando las hojas a lo largo del periodo vegetativo. Unidad Sanidad Forestal. Zaragoza.2001

• B.  Fumagina

Identificación

Reino : Mycetae

División : Eumycota

Sub división 3 : Ascomycotina

Clase 3 : Loculoascomycetes.

Orden : Dothidiales,

Familia : Capnodiaceae,

Género : Fumago sp

: Capnodium sp

Estos organismos no son parásitos si no que viven enteramente de la "mielecilla" él deposito azucarado que se forma en órganos de plantas o partir de las deyecciones de ciertos insectos particularmente escamas y áfidos.

De las parcelas visitadas se ha podido identificar dos géneros de fumaginas presentes en el camu camu que son Fumago sp. y Capnodium sp. Estos se reproducen superficialmente en la cara superior como en el envés de las hojas y tallos del camu camu, formando una película de color negro. La diferencia entre estos géneros es que Fumago sp forma colonias circulares en las hojas (ver figura 11 A:B), mientras que Capnodium sp forma colonias irregulares (ver figura 13). El desarrollo de estos hongos están abundante que interfiere con la cantidad de la luz que llega a la planta, La presencia de fumaginas en las plantas casi no tiene importancia alguna sobre el desarrollo normal, pero cabe mencionar que indica la presencia de insectos y que puede ser señal de algún problema significativo que pudieran ocasionar los áfidos o escamas. La fumagina puede diagnosticarse fácilmente por el hecho de que se desarrolla micelio y esporas ennegrecido sobre hojas y tallos. En la figura 12 y 14 se puede observar que estos dos géneros se adhieren las hojas por medios de hifas, esto posiblemente para no ser lavado con facilidad por las lluvias.

Figura 11. A: Hojas afectadas por el género Fumago sp. B: microfotografía de colonias de Fumago sp (40X) . Ucayali, Perú 2005.

Figura 12.A: microfotografía de la sección trasversal de una colonia de Fumago sp. A:B. hf, hifas de Fumagina, tj: Tejido de la hoja .(200x). Ucayali, Perú 2005.

Figura 14.A;B: Microfotografía. Corte trasversal de una hoja afectada por Capnodium sp. (200x). Ucayali, Perú 2005.

• C. Curvularia sp.

Identificación

Reino : Mycetae

División : Eumycota

Subdivisión : Deuteromycotina.

Clase : Hyphomycetes

Orden : Hyphales (moniliales)

Familia : Moniliaceae

Genero : Curvularia sp

Curvularia es un patógeno facultativo, que puede causar manchas en hojas en diferentes plantas como en, habas, el algodón, el arroz, la cebada, el trigo, el maíz etc. Síntomas: Se presenta en hojas desarrolladas donde se observa manchas de color marrón oscuro de formas irregulares (ver figura 15) en los bordes y el ápice de 2 a 4 cm2 esta enfermedad no ocasiona perdidas en la producción.

Figura 15. Hojas con síntomas de Curvularia. Ucayali, Perú 2005.

Las siembras in vitro de hojas con manchas, desarrollo colonias de crecimiento rápidos con micelios de color verde oscuro (ver figura 16) de estos micelios se realizaron montajes microscópicos donde se observan conidios con divisiones tres a más transversales, o tabiques, la forma de los conidios tiene generalmente un aspecto curvado (ver figura 17:A,B), teniendo amplios puntos en cualquier extremo. Además, la célula en el centro de la curva es a menudo más grande que ésas hacia el extremo.

Figura 16.Aislamiento in vitro (PDA) de Curvularia. Ucayali, Perú 2005.

Figura 17. A: Conidióforos y conidios de Curvularia (400X). B: Conidio característico de Curvularia (400x). Ucayali, Perú 2005.

• D. Pestalotia sp.

Identificación:

Reino : Mycetae

División : Eumycota

Subdivisión : Deuteromycotina.

Clase : Coelomycetes

Orden : Melanconiales

Familia : Melanconiaceae

Genero : Pestalotia sp.

Pestalotia es un patógeno secundario, es saprofito en tejidos muertos y es un parásito débil que infecta heridas bajo condiciones húmedas.

Síntomas:

Se observa en hojas desarrolladas, manchas circulares, 0.4 – 1.5 cm. De diámetro, de color pajizo con bordes bien definidos (ver figura 18), así como en el ápice de las hojas (ver figura 19:A,B), dispuestos en forma irregular en el haz y envés de las hojas.

En el envés de las hojas de la mancha, se observa un conjunto de acérvulos de color negrusco en forma de una boca de donde se liberan los conidios y estos son diseminados por factores abióticos y bióticos.

Figura 18. S: Manchas circulares ocasionadas por Pestalotia sp. Ucayali, Perú 2005.

Figura 19. Pestalotia sp, Manchas de forma irregular. Ucayali, Perú 2005.

Este genero forma conidios dentro de cuerpos fructificantes conocidos con acérvulas (Ver figura 20), se desarrollan debajo de la cutícula o epidermis del hospedero y que irrumpen cuando los conidios maduran, estos conidios están sobre conidióforos simples cortos dentro de las acervulas, los conidios son multi-celular generalmente tres células. Los conidios son elipsoide (balompie'-formado). Una característica de diagnóstico es dos o más barba-como los accesorios que se presentan en el extremo del conidio.

Figura 20. A:B. corte transversal de un acervulo de Pestalotia sp. Se observa TX: tejido sano. Te: Tejido enfermo Ucayali, Perú 2005.

4.3.3.TALLOS

A. Lasiodiplodia theobromae (Pat.)Griffon & Maubl. (Botrydiploidia theobromae Pat.) Muerte regresiva.

Identificación:

Reino : Mycetae

División : Eumycota

Subdivisión : Deuteromycotina.

Clase : Coelomycetes

Orden : Sphaeropsidales

Familia : Sphaeropsidaceae

Genero : Lasiodiplodia theobromae (Pat.)Griffon & Maubl.(Botrydiploidia theobromae Pat.)

El patógeno causante de este síntoma afecta prácticamente a una gran cantidad de especies de árboles frutales, a los que llega a invadir por un mal manejo agronómico del cultivo (estrés hídrico, deficiencias nutricionales), y por el descuido de las labores de poda que se realiza durante la conducción del cultivo, produciendo daños como la muerte descendente de las ramas, que pueden incluso llagar a matar a la planta. El rango de hospedantes es bastante amplio como palto, mango, manzano, vid, rosal, etc. y así como en diferentes áreas ecológicas. Los síntomas: Las plantas afectadas presentan secamiento y necrosis de ramas terminales en donde es posible observar muerte descendente a sí como defoliación parcial y muerte del árbol. Para el control de la muerte descendente se considera la eliminación de la rama mediante la labor "cirugía" y el uso de protector de heridas. Las aspersiones de funguicidas cúpricos pueden también reducir la severidad.

Las muestras de ramas secas que se trajeron de las plantaciones se sometieron a cultivos in vitro donde el hongo desarrollo colonias densas de color oscuro-grisáceo y gris claro en el borde por su cara superior (ver figura 21)y los micelios que se levantaban como columnas. No se observó formación de esclerocios. La observación microscópica reveló la presencia de conidios rectos, cilíndricos, de extremos obtusos, hialinos (ver figura 22), Estas características morfológicas y de crecimiento coinciden con las descritas en la literatura especializada para la especie.

Figura 21. Lasiodiploidia theobromaes en PDA. A: micelios de color oscuro en crecimiento terminal en PDA B: micelio oscuro algodonoso en crecimiento inicial en PDA. Ucayali, Perú 2005.

Figura 22. Conidios de Lasiodiplodia theobromae en PDA. A.. Conidios aseptados sin pigmentación (flecha recta), conidios uniseptados fuertemente pigmentados (flecha curva) y conidios uniseptados con escasa pigmentación (cabeza de flecha)). B. Conidios uni y biseptados. . C. Conidios hialinos y aseptados (flecha recta) y conidios uniseptados con un grado de pigmentación intermedio (flecha curva) Ucayali, Perú 2005.

• FRUTOS.

A. Colletotrichum sp (Antracnosis).

Identificación;

Subdivisión : Deuteromicotina.

Clase : Coelomycetes,

Orden : Melanconiales

Familia : Melanconiaceae.

Genero : Colletotrichum sp

Este género se caracteriza por presentar organismos cosmopolitas y pocas veces tienen especificidad patogénica en sus hospedantes. Presentan una gran variabilidad en caracteres morfológicos de conidios y apresorios. Las enfermedades que causan han sido descriptas en un sinnúmero de especies cultivadas y espontáneas. Agrios 1995. Síntomas; Esta enfermedad presenta síntomas en los frutos en estado de llenado y maduración. Los síntomas que se observan son lesiones circulares de color marrón claro de 1 –2 cm2 de diámetro, hundidas (ver figura 23), Internamente los frutos presentaron una pudrición y frecuentemente es blanda. Luego esta va avanzando en la medida que el patógeno continué la colonización de nuevos tejidos, hasta las setas del hongo irrumpen a través de la epidermis al formase los acérvulos en estos se observa setas rígidas (Ver figura 24B), numerosas, negras, y conidióforos simples, rectos, hialinos, que cubren la superficie del estroma acervular en un solo estrato. Los aislamientos in vitro (PDA) Colletotrichum sp. forman colonias de un color verde claro algodonoso, con un centro plomizo (ver figura 24A)

Figura 23. Colletotrichum sp. A: Lc: Frutos con lesiones circulares. B:microfotografía del daño de colletotrichum en el fruto (40X):st acervulos Ucayali, Peru 2005.

Figura 24. A: Aislamiento in vitro de Colletotrichum sp B:Microfotografía de las setas de Colletotrichum sp. Ucayali, peru 2005.

• VI. Conclusión

Se concluye con:

• 1. La identificación de los siguientes hongos:

• a. Seis hongos parásitos: Colletotrichum sp, Marssonina sp. Curvularia sp., Pestalotia sp., Fusarium sp, Lasiodiplodia theobromae.

• b. Tres hongos no parásitos: Fumago sp, Capnodium sp. Dinemasporium sp.

• 2. El aislamiento in vitro de cuatro (4) hongos: Colletotrichum sp, Curvularia sp, Fusarium sp. y Lasiodiplodia theobromae.

• 3. La descripción de los síntomas y la caracterización del agente causal de cada uno de los hongos mencionados.

• 4. Se ha observado que en los ecosistemas aluviales hay mayor presencia de hongos en relación a los ecosistemas de altura, esto debido a la alta humedad que presenta los ecosistemas aluviales.

• 5. Dentro de estos seis hongos parásitos identificados, hay algunos que causan daños irreversibles a las plantas como en el caso de Fusarium sp que produce taponamiento de los vasos xilematicos interfiriendo a si el transporte de la savia y ocasionando marchites de la planta, y otros como Colletotrichum sp. Que ocasiona un daño directo al fruto que es lo que se comercializa, mientras en Iquitos este mismo hongo afecta a frutos y hojas en nuestra región no se ha reportado parasitando a hojas, o Marssonina sp que afecta a hojas y que reduce el área fotosintética y reduciendo a sí aparentemente los rendimientos.

• 6. Dentro de los hongos identificado el que afecta seriamente y mermando la producción es Colletotrichum sp., este a sido motivo para la realización de una tesis, para evaluar e momento de infección y los posibles controles. El daño que ocasiona este hongo como se ve en la fotografías, afecta al fruto, bajando la calidad del los mismo y aun peor genera un disminución sustancial en los rendimientos, se ha visto en lo sistemas aluviales que posiblemente este patógeno esté afectando en la caida del fruto prematuro durante las etapas de formación del fruto, que generalmente coinciden con la época de invierno enero y febrero para la Región de Ucayali.

• 7. Otro de los patógenos que se ha visto afectando seriamente ha sido Lasiodiplodia theobromae (muerte regresiva), en campos donde no hay un manejo adecuado de podas, este enfermedad esta ganando a los agricultores con las muertes de las plantas, mas un de los agricultores que practican la agricultura orgánica, que no pueden hacer usos de productos químicos.

• VII. Recomendación

• 1. Realizar investigaciones sobre epidemiología para determinar en que época del año hay mayor presencia de enfermedades y poder realizar los controles en el momento oportuno.

• 2. Hacer monitores de las principales enfermedades en los diferentes ecosistemas que se encuentran concentradas las poblaciones de este cultivo.

• 3. determinar el nivel de incidencia en los dos ecosistemas aluviales y de altura, de las enfermedades reportadas.

• VIII. Literatura consultada

• 1. AGRIOS, G. N. 1995. Fitopatología. Editorial Limusa, S.A. Balderas, Mexico.838 p.

• 2. Barnett H, Barry D. 1972. Ilustred Genera Of Imprefect Fungi. 3 ediccion.

• 3. Martín B. 2001. Ingeniero Técnico Forestal. D. G.A.-Unidad Sanidad Forestal.Zaragoza. www.bot.forst.tu-muenchen.de.

• 4. TCA. 1997. Cultivo de frutales amazónicos. Tratado de Cooperación Amazónica, Secretaria Protempore, Lima Perú, 307 pp.

• 5. CALZADA B. J. (1980). 143 Frutales nativos. Universidad Nacional Agraria La Molina. Facultad de    Agronomía. 1era Edición. Edit "El Estudiante". Lima – Perú. 316 pp.

• 6. CHAVEZ W. (1993). Camu camu.. En: C.W. Clay & C.R. Clement. Selected species and strategies to enhance in come generation from amazonian forest. FO: Misc/93/6. Working Paper. FAO.Rome. P. pp. 139 – 146.

• 7. PICON C.; GONZALES J.; MENDOZA O. (1986). Avances y logros de la Investigación en frutales nativos de la Amazonía Peruana. Informe especial C1N1PA, Sector Agrario Vol. 1 N° 1. Iquitos – Perú.       37 pp.

• 8. RIVA R. (1996). Tecnología del cultivo de camu camu en la Amazonía Peruana. INIA – EE – Pucallpa-Perú.

• 9. VILLACHICA H.; CARVALHO J.E.U. &. MULLER C.H. (1996). Frutales y hortalizas promisorias de la Amazonía. FAO – Tratado de Cooperación Amazónica. (En Prensa).

• 10. SÁNCHEZ, E. 2001. Fitopatología "Experiencias en la amazonía peruana". Ucayali, Perú. 214 Pp.

Autor:

Ing. Agrónomo. Wagner Gim Verde Bedoya

Asesor:

Ing. Agronomo. Eiel Sanchez Marticorenam (1)

(1) Profesor Principal de Universidad Nacional de Ucayali -Peru