Biotransformaciones en medios orgánicos por medio de levaduras rojas (página 2)

Una clasificación de las reacciones químicas catalizadas por enzimas es la siguiente:

• Oxidaciones (hidroxilaciones, epoxidaciones, dehidrogenación de enlaces C-C, etc.)
• Reducciones
• Hidrólisis
• Isomerizaciones
• Formación de enlaces C-C o entre átomos diferentes

Características de las biotransformaciones

Las bioconversiones poseen las siguientes ventajas: especificidad de sitio, esteroespecificidad y condiciones de reacción.

• Especificidad de la reacción: La actividad enzimática esta limitada solamente a un tipo de reacción, no obteniendo reacciones secundarias utilizando una única enzima.
• Estereoespecificidad: Los sitios activos de cada enzima utilizada son altamente selectivos respecto a sus sustratos y permiten distinguirlos inclusive entre distintas configuraciones estereoquímicas.
• Regioespecíficas: En el caso de que en el sustrato haya varios grupos funcionales de un mismo tipo, las enzimas atacan al sustrato en una posición específica.

A pesar de las ventajas mencionadas, las biotransformaciones poseen diversas desventajas. Entre ellas se encuentran los altos costos debido a la purificación del producto y la obtención de enzimas, los tiempos de cultivo suelen ser prolongados y los estabilidad de los biocatalizadores es restringida.

Variables a tener en cuenta en una biotransformación

A la hora de realizar una biotransformación se debe tener en cuenta lo siguiente:

• El sustrato
• La elección del biocatalizador
• El sistema de reacción que puede ser: biotransformaciones en cultivos en crecimiento, biotransformaciones en cultivos previamente crecidos. Biotransformaciones con enzimas purificadas, biotransformaciones con células o enzimas inmovilizadas, biotransformaciones con sistemas líquidos de dos fases
• El aislamiento de los productos generados.

Las transformaciones de compuestos orgánicos pueden realizarse por medio de enzimas purificadas, u organismos unicelulares (hongos, bacterias, etc.). Las bioconversiones utilizando organismos enteros se utilizan en la reacciones en las cuales los catalizadores o algunos cofactores enzimáticos necesitan ser regenerados luego de la reacción. En aquellas que no es necesaria la regeneración puede ser utilizado tanto enzimas como organismos enteros.

El pre-requisito para que una biotransformación sea viable es el contacto entre el sustrato y la enzima o microorganismo. Un buen sustrato es aquel capaz de atravesar la membrana plasmática sin ejercer efecto tóxico sobre el biocatalizador y deben determinarse las concentraciones que permitan el crecimiento óptimo.

Los medios de cultivo sobre los cuales se llevan a cabo las biotransformaciones deben producir la menor cantidad de productos no deseados, ser de calidad constante, producir la menor cantidad de problemas durante el proceso productivo y deben permitir la aireación agitación, la extracción y purificación del producto.

Biotransformaciones en solventes orgánicos

Se sabe que las enzimas funcionan correctamente en solventes orgánicos o en otros tipos de solventes en ausencia de agua. Las principales ventajas de la utilización de estos medios son:

• El aumento de la solubilidad de los sustratos no polares
• Mejor direccionamiento de la reacción, favoreciendo la síntesis sobre la hidrólisis
• Aumento de la termoestabilidad
• Facilita la recuperación de enzimas no solubles

A pesar de estas ventajas uno de los mayores inconvenientes de estos medios es la baja actividad enzimática. En algunos casos ocurre exactamente lo contrario, al suprimir la actividad hidrolítica se obtienen mejores resultados. Este es el caso de la transglicosilacion de p-nitrofenil-β-D-celotrioside a celotetrosa, mediante el uso de Rhodotorula glutinis. En el mismo, la eficiencia de la reaccion aumenta proporcionalmente con el aumento de acetona en el medio, debido a la inhibición inversamente proporcional de la actividad hidrolítica (Oikawa et. al, 2001).

Las levaduras rojas

Las levaduras son organismos unicelulares, que taxonomicamente se encuentran dentro del Reino Fungi. Estas son eucariotas, heterótrofos que se reproducen asexualmente por gemación o fusión binaria, y sexualmente por medio de la formación de esporas. Las levaduras rojas son un grupo parafiletico que contienen pigmentos. Estas, como otras levaduras, pueden utilizarse para realizar determinadas biotransformaciones aprovechando diversas vías metabólicas de las misma o modificándolas por medio de la inducción de mutaciones.

Biotransformaciones mediante el uso de levaduras rojas en solventes orgánicos

En este monografía se presentan dos trabajos a modo de ejemplo de biotransformaciones en medios orgánicos con levaduras rojas. El primer trabajo muestra las aplicaciones de las biotransformaciones para producir compuestos de interés en las industrias alimenticias y de perfumes. Es interesante la producción de estos compuestos ya que los productos generados de esta forma pueden ser considerados naturales y pueden venderse a un valor mayor que sus homólogos químicos. El segundo trabajo trata sobre la utilización de levaduras rojas en el tratamiento de sedimentos costeros y aguas contaminadas con diversos compuestos. Los hidrocarburos aromáticos policíclicos (PAH – Polycyclic Aromatic Hydrocarbons) son compuestos orgánicos contaminantes de los sedimentos costeros marinos. Los PAH poseen propiedades mutagénicas, lo cual suma importancia al estudio de la detoxificación de los mismos.

Biotransformación de L-citronelal a L-citronelol por células libres e inmovilizadas de Rhodotorula minuta

Valenkar H.R. y Heble M.R. (2003). Biotransformation of L-citronellal to L-citronellol by free and immobilized Rhodotorula minuta. Elec. J. Biochem. 6(2). ISSN: 0717-3458

Los monoterpenos están ampliamente distribuidos en la naturaleza y son de gran aplicación en las industrias alimenticias y de perfumes. Su estructura simple los hace blancos ideales para biotransformaciones por microorganismos para producir varios productos de interés comercial.

El citronelal (3,7-dimetil-6-octanal) un monoterpeno que puede estar en la forma L o D, posee características olorosas distintivas y también es un constituyente natural de los aceites del Eucaliptus citriodora (Betts, 2000). El citronelal puede ser hidrogenado para producir citronelol (3,7-dimetil-6-octanol) que es un producto comercial importante debido a su olor característico a rosas. Es de interés producir L-citronelol por medio de la biotransformación del L-citronelal, de forma tal que el producto generado L-citronelol, pueda ser considerado un producto natural y que se vende a un valor mayor que su homólogo químico.

Las células inmovilizadas se utilizan para biotransformar varios sustratos y ofrecen ciertas ventajas como facilitar la separación, la posibilidad de reutilizar las células, mantenimiento de concentraciones celulares más altas y la estabilización de varias funciones celulares (Freeman & Lilly, 1998)

En este trabajo se presentan las condiciones para la biotransformación de L-citronelal a L-citronelol mediada por células libres e inmovilizadas de Rhodotorula minuta, reportando las condiciones óptimas de crecimiento. La reacción de biotransformación está representada en la figura 1.

Condiciones de cultivo para la biotransformación con células libres

Las biotransformaciones a valores de pH entre un rango de 4-9 mostraron un aumento gradual de la concentración de producto (L-citronelol) desde 2.3 g/l +- 0.1 a pH 4 a 3.4 +- 0.1 g/l a pH 5.5 no se vieron cambios significativos en la concentración de sustrato de 4.47 g/l (figura 4). Tampoco se registraron cambios de pH durante la biotransformación (8hs). Estudios sobre el efecto de la temperatura demostraron que la concentración de producto aumenta de 2.4 g/l +- 0.14 a los 20ºC, y luego se registró un descenso (figura 5).

Para establecer la adecuación de PDB como medio de crecimiento y de reacción, la biotransformación de L-citronelal fue llevada a cabo por células previamente crecidas en PBD, en diferentes combinaciones de medios. Biotransformaciones en otros medios resultaron en una disminución en la formación de producto. La formación de producto no mejoró incluso cuyo se uso este medio tanto como para el crecimiento como para la reacción. Se encontró que el PBD tiene la composición adecuada para la obtención de la máxima concentración de L-citronelol. La determinación de la edad adecuada del cultivo en crecimiento de PBD para pasar al medio de reacción para lograr la máxima concentración de producto se estableció haciendo cultivos en varios estados de crecimiento y empleándolos para la biotransformación de L-citronelal a L-citronelol. Los resultados indican que la edad del cultivo para lograr la máxima formación de producto era entre 40- 44hs, en donde las células se encuentra al final de la fase exponencial y han alcanzado la máxima concentración celular.

La concentración inicial de sustrato óptima se determinó agregando diferentes concentraciones de sustrato a las células de R. Minuta que estaban en crecimiento. Una concentración de sustrato máxima de 4.47 g/l pudo se óptimamente biotransformada a 3.5 g/l +/- 0.1 de L-citronelol. La formación de producto disminuyó al aumentar más la concentración de sustratos.

Con respecto al tiempo, las concentraciones de productos obtenidas fueron de 0.9 g/l en 2 hs, 2.01g/l en 4 hs, 2.45 g/l en 6 hs y 3.4 g/l en 8hs. Se vio una disminución en la concentración de producto a 3.2 g/l en incubaciones hasta 12 hs.

Leuenberg (1984) reportó que la producción puede verse aumentada por la solubilización/emulsión de los sustratos poco solubles (inmiscibles). No obstante una selección cuidadosa de la naturaleza y la concentración de los solventes es necesaria debido a que muchos de estos solventes son citotóxicos a bajas concentraciones (Salteer y Kell, 1995). El dimetil-sulfóxido, metanol, isopropanol, y octano fueron usados para aumentar la formación de producto. La óptima concentración de emulsionador/solvente a utilizar a un nivel no tóxico para las células de 44hs cultivadas en PBD fue de 0.1 g/l. El recuento celular en reste estadío fue de 108 cel/ml. A mayores concentraciones de solvente/emulsionador los recuentos celulares disminuían a 104 – 106 cel/ml. Entre los diferentes solventes/emulsionantes utilizados, el octano no aumentó la producción, mientras que el DMSO y el isopropanol la disminuyeron. La adición de 0.1 g/l de metanol fue el solvente y la concentración del mismo que permitió la mayor producción de ( 3.5 g/l +- 0.1) figura 6.

Condiciones de cultivo para la biotransformación con células inmovilizadas.

Estudios sobre biotransformaciones con células inmovilizadas a diferentes pH mostraron que el pH óptimo está en el rango 5.5/6 con una producción máxima de 1.4 g/l +- 0.3 y 1.06 g/l +-0.3 (figura 3). La temperatura mas adecuada fue de 27°C con la obtención de una concentración de producto de 3.3 g/l +- 0.3 (figura 5).

Como el caso de la biotransformación con células libres la concentración de sustrato óptima fue de 4.47 g/l, y aumentos en la concentración de sustratos disminuían la formación de producto.

Se puede ver que la disminución es muy marcada cuando se aumenta la concentración de sustrato al utilizar células inmovilizadas, mientras que usando células libres la disminución es gradual. Una razón a la cual puede deberse esto es una barrera de difusión del sustrato por la matriz de inmovilización.

El tiempo requerido para la mayor formación de producto no varió y también fue de 8hs. Entre los diferentes medios YEDP fue el mas adecuado obteniendo una concentración de producto de 3.2 g/l +- 0.2 en la primer corrida. Usando los medios de mitad de fuerza PBD y YEPD, con la mitad de composición, como medios de reacción la concentración de producto disminuyó entre 2.5 g/l +- 0.3 y 2.6 g/l +- 0.2.

La adición de solventes o emulsionantes para aumentar la formación de L-citronelol fue más efectiva cuando la inmovilización era con alginato en comparación a la biotransformación llevada a cabo por células libres.

Las concentraciones de producto eran mas altas durante el uso de solventes/emulsionantes en comparación a frascos control sin ellos. La concentración más alta de producto fue de 3.3 g/l +- 0.1 utilizando 0.1 g/l de metanol, seguida por 0.1 g/l de octano y 0.1 de DMSO con los que se obtuvo la concentración de L-citronelol de 3.2 g/l +- 0.2 (figura 5). A pesar de que el octano y el DMSO eran tan efectivos en el aumento de la concentración de producto como el metanol, su uso confiere al producto olores indeseados. La eficacia global del uso de solventes/emulsionantes para biotransformaciones con células inmovilizadas puede atribuirse al aumento de disponibilidad del sustrato a través de la matriz de inmovilización.

Biotransformación de hidrocarburos aromáticos policiclicos por levaduras asiladas de sedimentos costeros

MacGuillivray A.R. y Shiaris M.P (1993)Biotransformation of polyciclic aromatic hydrocarbons by yeasts isolated from coastal sediments. App. Env. Microbiol. 59(5)1613-1618

La importancia ambiental de la transformación de hidrocarburos aromáticos policíclicos (PAHs) es un área de gran interés debido a que algunos además de ser tóxicos tienen propiedades mutagénicas. Los hongos oxidan dichos compuestos en proceso de detoxificacion, sin embargo, no lo hacen en presencia de otras fuentes de carbono, cosa que no sucede en ambientes marinos.

En este trabajo se utilizaron diferentes compuestos contaminantes provenientes de las costas marinas de Massachusetts a fin de evaluar la capacidad oxidativa de PAHs de diferentes levaduras en presencia de fuentes alternativas de carbono (fenantreno y benzantraceno). El objetivo es cuantificar la presencia de levaduras en sedimentos costeros y evaluar su potencial en la biotransformación de PAHs.

Se tomaron muestras de sedimentos de 13 sitios diferentes de las costas de Massachussets (Tabla.1), los cuales incluían áreas contaminadas y relativamente limpias. Las concentraciones orgánicas de carbono de los sedimentos fue determinado en un analizador CHN. Los PAHs fueron separados e identificados por HPLC y espectro visible de UV. La fase móvil utilizada fue un gradiente de buffer metanol-fosfato (pH 2.7). La concentración de fenantreno fue determinada comparando los picos de extracto obtenidos con HPLC con picos standard de concentraciones conocidas de fenantreno.

Para seleccionar el mejor medio de crecimiento y aislamiento para las levaduras provenientes de los sedimentos costeros se procedió a comparar 4: (i) Sabouraud dextrose agar (SDA) (ii) Prototheca isolation agar (PIA) (iii) yeast extract-malt extract (YM) y (iv) dilute organic carbon médium (DM). A los 4 medios se le ajusto un pH de 4.0 con HCl y se les agrego estreptomicina y tetraciclina.

La identificación de las levaduras se llevó a cabo por genero y especie por medio de métodos tradicionales, como apariencia de la colonia, morfología celular, diferencias fisiológicas como la capacidad de fermentar glucosa, asimilar azucares y crecimiento en nitrato como única fuente de nitrógeno. Estas identificaciones fueron confirmadas por medio del uso de API Yeast-Ident, para la detección de enzimas, y API-20, para la asimilación del carbono (Tabla.4).

La biotransformación de fenantreno fue determinada para levaduras y Beijerinckia spp. En todos los experimentos se usaron Erlenmeyers de 25ml con 10 ml de medios incubados en oscuridad. Cada uno contenía una trampa de CO2. Las células fueron cultivadas en YM salino con fenantreno (0.019 mmol 10ml-1) o benzantraceno (0.01 mmol 10ml-1) durante 72h a 22ºC. Para la biotransformación 107 células fueron inoculadas en YM salino con fenantreno (0.019 mmol 10ml-1) y [9-14C]fenantreno (0.1 μCi 10ml-1) o benzantraceno (0.01 mmol 10ml-1) y [12-14C]benzantraceno (0.3 μCi 10ml-1) e incubados durante 120 h a 22ºC. Luego de la incubación, la suspensión celular fue acidificada bajando el pH a 3.0, y luego extraído 3 veces con 3 ml de acetato de etilo y 3 veces con cloruro de metileno.

Resultados

Las muestras de sedimento tenían carbono orgánico en rangos desde 0.29% a 9.45% (Tabla.1). Los niveles de concentración de fenantreno en sedimento seco-1 fueron menores a 2.5 hasta 63.683 ng g (Tabla.1).

De los 4 medios utilizados (SDA, agar YM, PIA y DM) el agar YM dio un mejor crecimiento que los otros en 6 o 8 sedimentos testeados, por lo tanto agar YM fue usado para el aislamiento y enumeración de levaduras. Comparando el número de bacterias (106 hasta 106 UFC g [peso seco] de sedimento-1) obtenidas con el de levaduras (102 hasta 107 UFC g [peso seco] de sedimento-1), se pudo observar que estas últimas dieron varios órdenes de magnitud inferior.

Fueron identificadas 21 levaduras a nivel de género y especie mientas que otras 10 levaduras no se pudieron identificar.

Utilizando la técnica spray-plate screening se observó que la frecuencia de zonas libres de fenantreno en función de UFC de levaduras variaba con el sitio del cual se aisló la muestra (Tabla.1). Aquellos sitios con una concentración de fenantreno mayores a 1000 ng g [peso seco] de sedimento-1 fueron definidos como muy contaminados. Tres de tres levaduras provenientes de estos sitios mostraban zonas libres de fenantreno, en cambio 6 de 8 levaduras provenientes de sitios de baja contaminación no mostraban estas zonas.

La biotransformación de fenantreno por levaduras (0.15 hasta 8.15 µmol g-1 en 120 h) indica un amplio rango de actividad. De las 13 levaduras testeadas solo 5 transformaron [9-14C]fenantreno (Tabla.2) y se consideraban transformadoras de fenantreno si mostraban diferencia significativa estadística con el control estéril (P < 0.05) en formación de metabolitos polares o evolución de 14CO2. Cinco levaduras cumplían con al menos uno de estos requisitos, en los cuales se encontraba Rhodotorula rubra.

La transformación de benzantraceno por levaduras fue lento (0.13 hasta 0.29 µmol g-1 en 120 h) si se compara con la de fenantreno. Se ha detectado la oxidación de [12-14C]benzantraceno a metabolitos polares pero la formación de 14CO2 no fue detectada. Rhodotorula minuta junto con C. krusei biotransformaron 0.24 y 0.29 μmol g-1 de benzantraceno respectivamente, los cuales tienen diferencia probabilística significativa (P < 0.05) con el control estéril.

Discusiones

Las levaduras generalmente son asiladas de medios acuosos ricos en nutrientes, como sucede en aguas contaminadas. En los sedimentos costeros las densidades típicas de levaduras caen entre 102 y 104 UFC g-1. Por lo tanto la densidad poblacional de levaduras encontradas en los sedimentos de la mayoría de las bahías costeras de Massachussets fueron las esperadas. La excepciones fue la alta cantidad de levaduras en la isla End River y en Oualse Marsh (2.8×106 y 4.1×107 UFC g de sedimento-1) y la baja cantidad en West Polpis Harbor (<102 UFC g de sedimento-1), las cuales no correlacionan con los resultados esperados en función a la cantidad de carbono presente en el sedimento (Tabla.1).

Candida y Rhodotorula fueron las levaduras que aparecieron con mayor frecuencia en los sedimentos costeros, resultado que coincide con aquellos publicados por Hagler et al. (1) en donde levaduras de estos géneros fueron encontradas con mayor frecuencia en estuarios contaminados.

La correlación entre la degradación de carbohidratos en función de la exposición de los mismos se ha demostrado previamente (2). Esta tendencia también es significativa en los sedimentos provenientes de las costas de Massachussets, y la exposición crónica de levaduras al fenantreno parece potenciar los mecanismos de la biotransformación del mismo.

El potencial de las levaduras en metabolizar compuestos aromáticos esta bien establecido (3,4). Evidencias recientes (5) demuestran que algunas levaduras poseen mas de una vía para degradar compuestos aromáticos simples. Aquellas que oxidan PAHs en presencia de de fuentes de carbono alternativas también han sido descriptas (6, 7, 8), y en este trabajo se ha demostrado que una variedad de levaduras marinas aisladas también pueden metabolizarlas (5 de 13 levaduras se confirmaron cuantitativamente como transformadoras de fenantreno. En un trabajo anterior (9) se ha demostrado que todas las bacterias que forman zonas libres de fenantreno también pueden transformar fenantreno radioactivo, cosa que no se ha observado en levaduras.

T. penicillatum biotransformó rápidamente el fenantreno (8.15×106 μmol g -1en 120 h) en comparación con otras levaduras. Ahern et al. (10) reportó que Trichosporon spp marinos son capaces de utilizar kerosen y hexadecane, esto junto con la degradación de hidrocarburos sugiere que podrían llegar a ser un buen modelo para la examinacion de la degradación de PAH y para la utilización en tecnología de bioremediacion.

Los PAHs más largos, en este caso benzantraceno, no son tan amenos a la biotransformación como los más pequeños. De este tema no se puede hacer ningún tipo de comparación ni comentario debido a que no se han publicados trabajos anteriores.

Si se compara la biotransformación en base a la biomasa total, la degradación por parte de levaduras fue menos efectiva que la de bacterias, sin embargo si se compara la biomasa por célula es equivalente.

La habilidad de las levaduras para transformar PAHs aparenta ser extendido en ambientes marinos y ha sido bien adaptado al mismo. En general, las levaduras son menos susceptibles a cambios osmóticas y de pH que las bacterias (11), por lo tanto tienen una gran ventaja frente a fluctuaciones ambiéntales. En sedimentos marinos, la biomasa de las levaduras están varios órdenes de magnitud por debajo al de las bacterias, sin embargo las levaduras parecen tener un mejor potencial en la transformación de PAHs que el potencial de degradación bacteriano.

Bibliografía

1. Hagler, A. N., S. S. Santos, y L. C. Mendonca-Hagler. (1979) Yeasts of a polluted Brazilian estuary. Rev. Microbiol. 10:36- 41.

2. Ahearn, D. G., y S. P. Meyers. (1976) Fungal degradation of oil in the marine environment. En E. B. Ganth Jones (Ed.). Recent advances in aquatic mycology. John Wiley & Sons, Inc. p125-133

3. Cerniglia, C. E. (1981) Aromatic hydrocarbons: metabolism by bacteria, fungi, and algae. En E. Hodgson, J. R. Bend, y R. M. Philpot (Ed.). Reviews in biochemical toxicology. Elsevier/North-Holly Publishing Co. p321-361

4. Da Silveria Pinto, A., M. E. P. Bomfim, A. N. Hagler, y J. Angluster. (1979) Metabolism of aromatic compounds by yeasts isolated form a polluted estuary in Rio de Janeiro, Brazil. Rev. Bras. Pesqui. Med. Biol. 12:339-346.

5. Wright, J. D., y C. Ratledge (1991) Isolation of Rhodotorula rubra strains showing differences in degradation of aromatic compounds. Appl. Microbiol. Biotechnol. 35:94-99.

6. Cerniglia, C. E., y S. A. Crow. (1981) Metabolism of aromatic hydrocarbons by yeast. Arch. Microbiol. 129:9-13.

Cerniglia, C. E., G. L. White, y R. H. Heflich. (1985) Fungal metabolism and detoxification of polycyclic aromatic hydrocarbons. Arch. Microbiol. 143:105-110.

7. Hofmnann, K. H. (1986) Oxidation of naphthalene by Saccharomyces cerevisiae and Cyida utilis. J. Basic Microbiol. 26:109- 111.

8. Okpokwasili, G. C., y S. C. Amanchukwu (1988) Petroleum hydrocarbon degradation by Candida species. Environ. Int. 14:243-247.

9. Shiaris, M. P., y J. J. Cooney (1983) Replica plating method for estimating phenanthrene-utilizing and phenanthrene-cometabolizing microorganisms. Appl. Environ. Microbiol. 45:706- 710.

10. Ahearn, D. G., S. P. Meyers, y P. G. Styard (1971) The role of yeasts in the decomposition of oils in marine environments. Dev. Ind. Microbiol. 12:126-134.

11. Phaff, H. J., M. W. Miller, y E. M. Mrak. (1978) The life of yeasts, 2nd ed. Harvard University Press, Cambridge, Mass.

12. Schmid A., Dordick J.S., Hauer B., Kiener A., Wubbolts M. y Witholt B. (2001) Industrial biocatalysis today and tomorrow. Nature 409:258-268.

13. Bhosale P. y Gadre R.V. (2002). Manipulation of temperature and illumination conditions for enhanced B-carotene production by mutant 32 of Rhodotorula glutinis. Letters in Applied Microbiology 34:349-353

14. Bhosale P. (2001). Studies on yeast Rhodotorula, its carotenoids and their application. Tesina para optar al grado de Dr. en Microbiologia. Univ. of Pune

15. Freeman y Lilly (1998). Effect of processing parameters on the feasibility and operational stability of immobilized viable microbial cells. A review enzime and microbial technology. 23(5):335-345

16. Valenkar H.R. y Heble M.R. (2003). Biotransformation of L-citronellal to L-citronellol by free and immobilized Rhodotorula minuta. Elec. J. Biochem. 6(2). ISSN: 0717-3458

17. Oikawa T., Tsukagawa Y.Y., Chino M., y Soda K. (2001) Increased transglycosylation activity of Rhodotorula glutinis Endo-B-Glucanase in media containing organic solvents. Biosci. Biotechnol. Biochem. 65(8):1889-1892

18. Barnett J.A., Payne R.N. y Yarrow D. (1983). Yeasts: characteristics and identification. Cambridge Univ. Press. ISBN: 0-521-25296-2

19. Huang Z., dostal L. y Rosazza j.P.N. (1993). Mechanisms of ferrulic acid conversions to vainillic acid and guaiacol by Rhodotorula rubra. J. Biol. Chem. 268(32)23954-23958

20. MacGuillivray A.R. y Shiaris M.P (1993)Biotransformation of polyciclic aromatic hydrocarbons by yeasts isolated from coastal sediments. App. Env. Microbiol. 59(5)1613-1618

21. Heath C.M., Imrie R.C., Jones J.J., Rees M.J., Robins K.G., Verral M.S. (1996) Whole cell biotransformation of 5-(4-(2-(2-Pyridyl)methylamino)ethoxy)benzylidenethiazolidine-2,4-dione to its Benzyl Derivate Using a Yeast Reductase. J. Chem. Tech. and Biotech. 68(3)324-330.

22. Zehng S., Yang M., Yang Z., Yang Q. (2005) Biomass production from glutamate fermentation wastewater by the co-culture of Candida halophila and Rhodotorula glutinis. Bioresour. Technol. 96(13):1522-1524

23. Betts, T.J. (2000) Solid phase microextraction of volatile constituents from individual fresh Eucaliptus leaves of three species. Planta Medica. 66(2):193-195

24. Freeman, A. y Lilly M. (1998) Effect of processing parameters on the feasibility and operational stability of immobilized viable microbial cells. Review Enzyme and Microbial Technology. 23(5):335-345

25. Salter, G.J. y Kell, D.B. (1995) Solvent selections for whole cell biotrasnformation in organic media. Critical Reviews in Biotechnology. 15(2):139-177

Ramiro Olivera

Martín Pitkowski

Fabián Shalom

Escuela de ciencia y tecnología

Universidad Nac. de Gral. San Martín

licenciatura en Biotecnología

Director:

Dr. Miguel Galvagno

Lab. de Microbiología Industrial – UBa

CATIF – UnSam

Cátedra de Microbiología