Archaebacterias de ambientes extremos hipertermofilicas termoácidofilicas

1. Resumen
3. Filogenética de archaebacterias
4. Relación filogenética entre archaebacterias y eucariotes
5. Halobacterias
6. Diferencias en lípidos
7. Tipo de RNA
8. Perspectivas
9. Bibliografía

Resumen

El origen de la vida en la tierra esta estrechamente asociado a seres unicelulares microscópicos procariotes. Relacionadas con la tierra en su estado primitivo, conocidas como archaebacterias. Cuando en el ambiente terrestre, la temperatura, la atmósfera rica en gases como el amoniaco y la concentración salina y pH eran extremos. El propósito de esta revisión es dar una visión general de las principales características fisiológicas de este grupo, además de mostrar información referente a su taxonomía y posibles aplicaciones en la biotecnología y su implicación en la evolución de las especies vivientes en la tierra.

Palabras clave: ambientes extremos, procariote, salinidad, geotermia.

I. Introducción.

Las archaebacterias (AB) en general (también llamadas arquebacteria), son microorganismos unicelulares, procarióticos, que no requieren de oxígeno obligadamente, ni luz solar para crecer, desde el punto de vista genético están relacionados con las bacterias típicas como se muestra en el cuadro 1 en donde se localizan los sitios con temperatura, pH, presión atmosférica y la profundidad son extremas (Achenbach, et al., 1987; Bateson, et al., 1989). Antes de su descubrimiento las células individuales se dividían en general en procariotes y eucariotes, en función de la presencia o ausencia de una membrana nuclear, dado que las AB no la poseen se les clasifico desde el principio como parte del segundo grupo (Beaty y MacInerney, 1989).

Investigaciones posteriores probaron que tienen un perfil genético más cercano a las eucariotes que a procariotes; en consecuencia se clasifican en esta nueva rama biológica conocida como archaebacteria (Eggen, et al., 1990; Fukusumi, et al., 1988).

Las archaebacterias hipertermóacidiofilicas (AHA), crecen en condiciones extremas ambientales como la temperatura, en la cual se desarrollan sobre los 80°C o superiores incluso en el punto de ebullición del agua (Bryant y Adams, 1989; Dweyer, et al., 1988) condición típica de fumarolas, manantiales termales y de aguas sulfurosas (Bryant y Boone, 1987; Kobayashi, et al., 1988). A las AHA se agregan aquellos géneros bacterianos que solo se desarrollan en manantiales ricos en azufre, con tolerancia en agua con pH de 1 y 2. En estos sitios la temperatura es cercana a los 100° C por ello se les llaman solfataras, (Bouthier, et al., 1990; Dahl, et al., 1990; DiMarco, et al., 1990). Lo anterior explica por que a pesar de la naturaleza ácida del agua de estos manantiales por la elevada concentración del azufre elemental (S°), reducido con H2 existe vida microbiana especializada (Ahring y Westerman, 1987; Belkin et al., 1986; Kjems, et al., 1990). Además de que la absorción del azufre por las AHA, para su conversión en inmovilización a compuestos orgánicos nitrogenados del tipo de los aminoácidos azufrados; cystina, cisteína, metionina, etc. (Liu, et al., 1990). La formación del ácido sulfuhidríco H2S causa que el pH en las solfataras sea menor a 1 (Paterek y Smith, 1985; Plant, et al., 1987).

Este tipo de AHA toleran también valores de pH ligeramente alcalinos de entre 7.5 y 8 (Zhilina, 1986).

En general estas AHA crecen en aguas con pH neutro ligeramente ácido o en una condición de alcalinidad extrema (Lee, et al., 1990). Este hecho lleva a una pregunta clave para entender su adaptación fisiológica a ambientes extremos: ¿Cómo superviven las AHA y se reproducen a temperaturas elevadas sin la destrucción de su membrana y la desnaturalización de su ADN?.

Una hipótesis sugiere que cuando la bicapa de proteínas de la membrana celular se calienta, las colas hidrofobicas de los fosfolípidos membranales que conforman los ácidos grasos insaturados se movilizan y separan hasta la ruptura de la membrana lo que causa la muerte celular. Sin embargo las AHA tienen una membrana que incorpora ácidos grasos de cadena hidrocarbonada saturada, los que hace que las cabezas hidrófilicas de esos lípidos se enlacen coovalentemente (Koch, et al., 1990), para evitar la separación de esas colas hidrófobas de la bicapa, simultáneamente mantienen la fluidez de la bicapa para funciones de transporte diferencial y para la incorporación de más ácidos grasos ramificados por ésta razón la mayoría de las AHA no crecen a temperaturas convencionales: pues para mantener la fluidez de sus lípidos son necesarias elevadas temperaturas que aseguren su crecimiento (Matin, 1990; McInerney, et al., 1981). Con respecto a la estabilidad de su DNA, se reporta que este tipo procariote no contiene concentraciones normales de guanina y citosina como en las eubacterias conocidas. Sin embargo no existe información al respecto que lo aclare, pues el porcentaje del 30 al 40% de ambas bases en el DNA, en teoría causaría una inmediata desnaturalización a temperatura de 90°C (Achenbach-Richter, et al., 1987; Blotevogel y Fischer, 1985).

Esta reportado que las AHA desarrollaron estrategias fisiológicas para prevenir esta separación química.

En general las AHA son anaerobias estrictas, salvo excepciones que tienen metabolismo quimiolitotrófico y/o quimioorganotrófico (Constantino, et al., 1990; Pharm, et al., 1989; Rengpipat, et al., 1988). Usan el azufre como fuente de energía, el cual participa también en reacciones para su respiración y nutrición. Algunos ejemplos de géneros AHA de que oxidan azufre y que se desarrollan en aguas de manantiales geotérmicas son: Thermococcus, Thermoproteus (Eggen, et al., 1990), Sufolobus (Krzycki, et al., 1982), Pyrodictium (Zillig, et al., 1987), Acidanus, Thermophilum, Desulfurococcus, Desulfurolobus (Bryant y Boone, 1987), Pyrobaculum, Methanothermus y Stygiolobus (Mathrani, et al., 1988) como se muestra en el cuadro 2.

Cada uno tiene de una a cuatro especies morfológicas dominan los cocos y los bacilos que crecen a temperaturas de entre 75-100°C, a valores de pH en el intervalo de 2-7 (Lee y Zeikus, 1991). Los géneros Thermophilum y Thermoproteus crecen sinergicamente en cultivos mixtos, el primero solo se aisla en cultivo artificial si le añade una fracción lipídica polar del segundo (Bateson, et al., 1989).

Algunas AHA se usan como modelos de investigación o fuente de enzimas para digestión del DNA como las que provienen de Sulfolobus, originalmente la primera AHA descubierta por Brock et al., en 1970, (Koch, et al., 1990) al igual que Thermus aquaticus relacionada con la microbiología de los hipertermófilos desde hace 30 años, T. aquaticus crece en un gradiente de temperatura de entre 55-80°C; tiene importancia industrial y/o biotecnología (Antranikian, 1990; Zilina y Zarvazin, 1990), ya que sus enzimas catalizan estás reacciones relacionadas con la síntesis del DNA a elevadas temperaturas, un ejemplo de estas es la DNA polimerasa llamada Taq polimerasa esta enzima de restricción se aísla de T. aquaticus, esta enzima se usa en el clásico método de biología molecular, para amplificar secuencias específicas de DNA, como la bien conocida técnica Polimerasa de Reacción en Cadena o PCR, esta enzima no se desnaturaliza a elevadas temperaturas, que se requiere para separar las cadenas del DNA, por esta cualidad de la enzima es posible realizar ciclos repetitivos con diferente DNA, con una enzima (Antranikian, 1990). Existen AHA que realizan actividad biológica en ambientes aeróbico/anaeróbico como el género Sulfolobus reduce Fe3+ a Fe2+, este género se emplea en la lixiviación de metales de interés comercial a elevadas temperaturas a partir de minerales que contienen hierro y cobre, por ello tiene potencial en el futuro para la extracción de valores metálicos de minerales concentrados sulfurados y que por ello son refractarios al tratamiento químico y generan productos que causan contaminación ambiental, cuando se tratan por un método de extracción químico convencional.

Una de las propiedades bioquímicas señalada de esta AHA es su inusual bajo porcentaje de aproximadamente 38% en sus bases guanina-citocina (G-C ) DNA, Aunque se reportan valores menores para el género Acidanus con un 31% (Bateson, et al., 1989) estos niveles de concentración de G-C no se detectan en las eubacterias conocidas (Dahl, et al., 1990).

Los AHA de interés ecológico que habitan zonas marinas a 3 km. de profundidad, en la oscuridad total a presiones y temperaturas elevadas (Messner, et al., 1986). Estos microorganismos obtienen su energía de crecimiento por oxidación de compuestos inorgánicos en las solfataras submarinas (Pharm, et al., 1989). Algunas de las especies de este grupo son flageladas, pero no siempre móviles como el género Pyrodictium que posee filamentos para adherirse al sustrato mineral que transforman.

El género Thermococcus en cambio tienen un penacho de flagelos polares que le confieren movilidad (Lee y Zeikus, 1991) además de los otros géneros móviles como: Thermodiscus, Pyrobaculum, Pyrococcus, Staphylothermus, Archaeglobus, Methanopyrus, Pyrolobus y Methanococcus se reproducen a temperaturas de entre 91-113°C e incluso géneros como Thermotoga y Aquifex, que no son AHA pero que crecen a temperaturas mayores de 95°C, en aguas termales marinas o manantiales terrestres. Las AHA tienen tipos morfológicos que van desde bacilos, cocos hasta las formas irregulares del aspecto filamentoso, lóbulares e incluso con cubiertas celulares inusuales. Crecen en ambientes estrictamente anaeróbicos como los géneros Staphylothermus y Archaeglobus los que están estrechamente relacionadas con bacterias metanógenas (Blotevogel y Fischer, 1985), esto es clave para determinar su diversificación evolutiva. Un ejemplo de lo anterior, es Archaeglobus la única AHA que reduce sulfatos hasta azufre elemental y que sintetiza incluso pequeñas cantidades de metano en ambientes extremos.

Methanopyrus es la AHA más antigua conocida, comparte características bioquímicas con los microorganismos hipertermófilos y metanógenos. Sus células son típicas como las de Methanothermus que contiene un derivado glucolítico llamado 2,3-difosfoglicerato cíclico en su citoplasma al compuesto se le atribuye, la función como agente termoestabilizador para evitar la desnaturalización de su DNA a las elevadas temperaturas en las que se reproduce. El pH óptimo para su crecimiento en el laboratorio depende de la especie, normalmente fluctúa entre 5.5 y 8 este intervalo señala la plasticidad de su información genética para adaptarse a una amplia diversidad de ambientes naturales extremos (Zilina y Zarvazin, 1990).

Las fuentes hidrotermales influyen en la geofísica del sistema de valles de fractura en el mundo (generado por el movimiento de las placas tectónicas), o en el equilibrio químico en los océanos, en contraste con los hábitat extremos en las que se desarrolla las AHA. Estos ambientes de seleccionan las formas especializados de vida como ejemplo de ello están los manantiales termales sitios adecuados para el crecimiento de comunidades de AHA únicas, independiente de las fuentes de energía que existen en el mar. En donde la vida existe a una profundidad de 200-300 m (Beaty y McInerney, 1989; Zilina, 1986). A medida que la luz decrece en intensidad, la densidad de la vida disminuye rápidamente. La concentración de nutrientes inorgánicos/orgánicos es menor (Koch, et al., 1990. Los microorganismos que viven en esas profundidades dependen de esta materia orgánica/inorgánica que proviene de la zona iluminada o eufótica . La mayor concentración de esta materia se sintetiza, consume y recicla en esa zona iluminada y sólo una pequeña fracción llega a la zona abisal de los océanos, lo cual limita la densidad y tipo de AHA en ese ambiente extremo.

La importancia ecológica de las AHA radica en que a la baja concentración de nutrientes, en el fondo del mar, la densidad de la vida detectada en esos manantiales oceánicos depende exclusivamente de la actividad de las AHA, principalmente porque algunas de estas AHA son fotosintéticas como las plantas, (productoras primarias) y proporcionan nutrientes a organismos heterotróficos que crecen en esas profundidades a elevadas temperaturas, como los pogonóforos, gusanos del género Rifita y las especies de calamares, mejillones, almejas y otros animales que viven cerca de las chimeneas negras en los océanos.

Las aportaciones de las AHA en lo ecológico, económico y evolutivo son invaluables además del conocimiento en la biología celular y molecular relacionada con la taxonomía.

II Filogenética de las archaebacterias.

A través del análisis comparativo de las secuencias de las sub-unidades 16S del RNA se describen 3 líneas primarias: AB *Eukarya, Bacteria y Archaea (Shah y Clarke, 1990) está última que incluye al dominio Crenarchaeota: El Eukarya al dominio Euryarchaeota grupo al que pertenecen: las metanogenas halofilas representadas por los géneros: Thermoplasma y Archaeoglobus y al dominio Korarchaeota; lo anterior se basa en las secuencias 16S de RNA de bacterias terrestres de las zonas más calientes de la tierra en primavera. Las diferencias funcionales entre los tipos u dominios se clasifican en función de la composición química de la pared celular de la siguiente forma.

Paredes celulares: 1) *bacteria con peptidoglicano, *Archaea con pseudopetidoglicano y solo proteínas 2) *Eukarya como las plantas que contienen celulosa y glucanos. En los animales (de estos polimeros son parte estructural ninguna). Mientras, que en los fungi (La pared contiene un heteroplisacarido).

Membrana celulares. Composición química: Lípidos en bacteria y en las eukarya= Cadena lineal de ácidos grasos unida a moléculas de glicerol por enlaces éster. Lípidos de Archaea = Cadena ramificadas de hidrocarburos unido a moléculas de glicerol por enlaces éter (Rengpipat, et al., 1988).

Cuadro 1. Comparación de la organización morfológica, anatómica y genomica entre microorganismos como general se clasifican:

Ref. (Antranikian, 1990; Koch, et al., 1990)

Cuadro 2. Habitat, temperatura de aislamiento y crecimiento de archaebacterias termoacidofilicas extremas.

Ref. (Antranikian, 1990; Belkin, et al., 1986; Blotovogel y Fischer, 1985; Zillig, et al., 1987)

Cuadro 3. Comparación de los requerimientos nutricionales para el crecimiento de archaebacterias hipertermofilicas termóacidofilicas anaerobias adaptadas a ambientes extremos en la naturaleza.

Ref. (Ahring y Westerman, 1987; Bateson, et al., 1989; Bender, et al., 1986)

III Relación filogenética entre las archaebacterias y eucariotes.

En términos de las secuencias de los aminoácidos de las proteínas ribosómicas. Las AB están relacionadas con las eucariotas. Es posible que las AB hayan participado con las eubacterias en la integración de una célula eucariota (Belkin, et al., 1986). Esto origino una búsqueda en las AB que las asocia con el reino Urcariota, como huésped de los antepasados endosimbiontes: de suborganelos celulares, la mitocondria y el cloroplasto las cuales muestran evidencias que existieron en estos organelos. Que se formaron a partir de una mezcla de individuos diferentes con el propósito de supervivir y reproducirse en ambientes extremos diversos.

IV Halobacterias: evolución.

Las investigaciones sobre las AHA realizadas con el RNA ribosómal de las bacterias metanógenas que viven en ambientes anaeróbicos en donde generan metano por reducción del dióxido de carbono (CO2), y por lo cual no se consideran bacterias típicas desde el punto de vista filogenético (Matin, 1990; Shah y Clarke, 1990) se cree que en realidad representan una ramificación evolutiva de las eubacterias.

Las metanogenas poseen características de las células eucariotas y de las eubacterias. Su morfología microscópica es semejante a la de eubacterias y procariotas típicas. Pero no se observaron diferencias fenotípicas entre metanogenas y eubacterias aunque si en sus secuencias genéticas y en consecuencia en su comportamiento bioquímico-fisiológico (Boone et al., 1989).

Existe una hipótesis que supone que las metanogenas fueron las primeras formas de vida en aparecer en la tierra, (Beaty y McInerney, 1989). Su metabolismo esta adaptado a la atmósfera primitiva de la tierra en su origen rica en dióxido de carbono, con baja concentración de hidrogeno. Se supone que las AB actuales provienen de las metanogenicas ancestrales las que por adaptación a la salinidad perdieron su capacidad de generar metano, esto explica su relación con las eubacterias más que con las AB.

La secuencia del genoma de varios géneros de AB metanogenas y termofilicas muestran homología con el DNA de las halofilicas lo que explica, la filogenia de los procariotes y su evolución.

Las AB halofilas obtienen su energía de crecimiento de la luz por un proceso que no es la fotosíntesis típica. Aunque carecen de clorofila en anaerobiosis las AB halofilicas Halobacterium halobium y otros halófilos como el género que se reproducen en ambiente salinos extremos, que sintetizan e insertan en su membrana una proteína denominada bacteriorrodopsina, llamada así por su similitud química con el pigmento del ojo humano, la rodopsina. Unida a la bacteriorrodopsina está el retinal (como el carotenoide) que absorbe la luz y cataliza la transferencia de protones a través de su membrana citoplásmica (Constantino et al., 1990). Por su contenido en retinal, la bacteriorrodopsina es de color púrpura, lo cual permite a Halobacterium que se adapte a ambientes aeróbicos con limitación de oxígeno, que lo hace cambiar gradualmente de un color naranja-rojo a un púrpura rojizo por concentración al pigmento de bacteriorrodopsina en sus células. Este pigmento contiene nitrogen como parte de una familia de proteínas de estructura similar, pero con función bioquímica diferente a las transportadoras de electrones de la cadena respiratoria. Al igual que el receptor de luz en la rodopsina son los bastones de la retina en los invertebrados y sus receptores proteicos celulares de la superficie que se unen a hormonas específicas. Están plegadas en siete α hιlices transmembranales (al igual que en la bacteriorrodopsina) y no actϊan como transportadores sino como transductores de señale, una característica de la célula eucariota.

El nombre Archeabacteria proviene de la idea de que dominaron el ambiente primitivo de la tierra y al cambiar esa condición, su necesidad de un bajo potencial redox las recluyó en nichos limitados, relativamente extremos e inaccesibles (Bateson et al., 1989).

Las AB se consideran reliquias biológicas evolutivas con un ancestro común a partir del cual se diversificaron. Se supone que la separación en eubacterias y eucariotes sucedió en un periodo temprano de la evolución de las especies bacterianas.

Taxonómicamente se incluyen tres grupos con tipos fisiológicos que colonizan ambientes extremos: las halofilas, las metanogenas-termofilas y otras variedades.

Las AB no termofilas recientemente descubiertas son similares a las que tienen un metabolismo de oxidar formas inorgánicas del azufre. Las halofílicas que se lo producen en ambientes extremadamente salinos del tipo de los depósitos de evaporación de sal y de los lagos salados naturales e incluso de hábitats salinos artificiales (Dahl et al., 1990).

Se reporta crecimiento de estas AB en las superficies de alimentos salados como pescado y carne. El desarrollo de las AB en estos productos animales representa un problema para la industria alimenticia pues reducen su calidad.

El término de halófilo extremo, se utiliza para explicar que estos procariotes requieren de una elevada concentración de sal, en algunos casos cercanos a la saturación (ambientes con 3-5 M de NaCl) en promedio las halófilas extremas necesitan entre un 17 a 23 % de sal, no superviven con menos del 10%. Un ejemplo de un ambiente extremo para las AB son los océanos y sus salinas en estas últimas los depósitos de agua de mar al evaporarse concentran el cloruro de sodio (NaCl) y otras sales de valor comercial a medida que las salinas se forman crecen la halofilas extremas.

La actividad de estas AB permite el desarrollo de numerosas poblaciones, en consecuencia las aguas se tornan de un rojo púrpura, que indica la síntesis del pigmento característico del grupo representado por el género Halobacterium spp. Las halobacterias se dividen en ocho géneros y especies identificadas de acuerdo con su morfología microscópica y en base a la concentración mínima de sal necesaria para su crecimiento y otros requerimientos nutricionales que les permiten distribuirse específicamente en esos hábitat naturales como se ilustra en el cuadro 2.

Varias especies están genéticamente relacionadas y recientemente se reclasificaron como variantes de una especie única. Generalmente las halobacterias son anaeróbicas y necesitan aminoácidos derivados de la muerte de otros microorganismos incapaces superviven en esos sitios, pero que por diversas circunstancias llegan a las salinas. Las halófilicas se distinguen sin problema de las eubacterias y eucariotas halofilas en base al mecanismo fisiológico de osmoprotección que desarrollan, que les permite mantener un balance osmótico con cloruro de potasio diferente al de las eucariotas y eubacterias en respuesta al aumento de sales en el ambiente exterior. Las AB halofilas acumulan un compuesto orgánico que actúa como osmoprotector en esos habitats salinos del tipo glicina, betaina o glicerol trealosa. Se cree que las halobacterias y otros procariotes similares evolucionaron de manera distinta, ya que internamente los elevados niveles de sales en las eubacterias típicas, desnaturalizan las proteínas membranales. En el caso de las AB halófilas el mecanismo de protección, se atribuye a que se evita la precipitación de las proteínas membranales por eliminación del exceso de sales en la parte externa de la membrana. Las cargas negativas en la membrana hacen que estas proteínas se adapten a las salinidad y compitan por la retención de agua de esa manera es posible la viabilidad de la célula con un mínimo de agua.

Las elevadas concentraciones de sales causan cambios en las secuencias de DNA y en la repetición de nucleotidos del tipo CG, en consecuencia se modifica la conformación del tipo Z del lado derecho al izquierdo y con ello se presentan mutaciones.

Varias regiones del genoma de estas AB halofilicas tienen potencial para adoptar la conformación DNA-Z. Recientemente se demostró que esto sucede por clonación de esa región, por ello se propuso que la concentración salina regula la expresión de los cambios genéticos en esas AB. Las halobacterias poseen vesículas de gas para flotar por ello son aeróbicas. Los genes requeridos para la formación de las vesículas se conocen en detalle se sabe que dependen de 13 a 14 genes colocados en el plasmido NRC100, el cual este se utiliza en mutantes incapaces de flotar que se sometieron a un análisis genético para demostrar su expresión en las síntesis de vesículas de gas. La membrana de las vacuolas se compone principalmente por dos proteínas: GvpA y GvpC permeables a gases, pero no al agua. En condiciones anaeróbicas se induce la síntesis de la membrana y las vesículas de gas para flotar en ambientes acuosos. La flotación aumenta con la disponibilidad de luz con el bombeo de electrones y con la fotofosforilación oxidativa. Como en el crecimiento fototrofico de las halobacterias que se da bajo iluminación intensa y limitada concentración de oxígeno para la síntesis de bacteriorhodopsina.

De esa manera se demuestra un mecanismo alternativo de crecimiento en anaerobiosis para las AB (Bender et al., 1986) por fosforilación de un sustrato como la arginina. El agua se elimina por fuerzas hidrofobas para ello poseen estructuras flotantes estables y ampliamente distribuidas en variedades de AB y eubacterias. Las AB halófilas son conocidas por sus características genéticas totalmente distintas en lo que se refiere al tipo de RNA polimerasas que poseen en relación a otros grupos de procariotes. Así como por el tipo de promotores de los factores de la transcripción y por la organización de su genoma. Lo que abre nuevas teorías para explicar el origen y evolución de la vida en la tierra.

V Diferencias de lípidos.

La membrana celular de las AHA está formada por un grupo de lípidos no comunes. Mientras que en las eucariotas y las eubacterias son fundamentalmente de dos ácidos grasos de cadena lineal ligados por un extremo a un glicerol. Los lípidos en las AHA contienen un glicerol ligado a dos largas cadenas hidrocarbonadas, pero su conexión es un enlace tipo éter, no éster y las cadenas hidrocarbonadas son ramificadas: cada cuatro átomos de carbono y están unidas a un grupo metilo. El lípido de las AB es un diéter compuesto de glicerol y de dos moléculas de un alcohol el fitanol el cual es un lípido unido a éteres de glicerol ramificado típico sólo en las AB (Lee, et al., 1990).

VI Tipos de RNA.

La traducción el RNA de transferencia desempeña una función clave, reconoce secuencias de nucleótidos del RNA mensajero, para ciertos aminoácidos que se incorporan a la cadena proteíca. Un determinado número de nucleótidos del RNA de transferencia se modifican estructuralmente, para su posterior integración a la molécula normalmente se añade un grupo metilo a la base nitrogenada y la pentosa del nucleótido (Kjems et al., 1990; Matin, 1990). Es una característica en una especifica posición de la base del uracilo se metila y forma timina aunque sólo en el DNA. Los RNA de transferencia de las AB carecen de timina, la cual en su lugar la sustituyen con un uracilo. Así no se sabe suficientemente sobre su genoma, ni la expresión de esos genes (Ahrin y Westerman, 1987).

En cuanto a la relación bacteriorrodopsina-ATP regulada por luz, el retinal de la bacteriorrodopsina en reposo origina una forma trans excitada por la luz, lo que induce la liberación de un protón al exterior de la membrana. El retinal revierte a la forma trans con un protón del citoplasma, para generar un gradiente de protones que será utilizado por una ATP-Asa en la membrana para la síntesis de este compuesto. Algunas bacterias tienen zonas especializadas ("patches") en su membrana plasmática, con proteínas que funcionan relacionadas entre sí en esos sitios como en la membrana púrpura Halobacterium contiene bacteriorrodopsina, o como los cromatóforos de bacterias fotosintéticas, lo que representa organelos primitivos. Una característica clásica la anatomía de las AHA.

VII Perspectivas

Desde el descubrimiento de las AB la investigación sobre el principio de la vida en la tierra ha sido un reto por establecer. Los procariotes colonizaron tierra primitiva para determinar la evolución de esas primeras formas de vida, la estructura de su DNA y el mecanismo de la síntesis en y bajo condiciones ambientales extremas. Las que son equivalentes a procesos biotecnológicos que se desarrollan a temperaturas elevadas. En la actualidad las enzimas de AB son indispensables en la industria que emplea la biología molecular y la ingeniería genética. Incluye la biolixiviación de minerales de diversas ley sin daño ambiental. En definitiva ha dado lugar a la dilucidar la relación entre los diferente procariotes y las primeras células eucariotas. Con esto es posible suponer que nuevos conocimientos y aplicaciones serán el resultado de la investigación de este fascinante grupo.

Agradecimientos.

A Beatriz Noriega Gamboa por su apoyo secretarial.

VIII. Bibliografía.

1. Achenbach-Richter, L., Stette, K. O., and Woese, C.R. 1987. A possible biochemical missing link among archaebacteria. Nature 327:348-349.

2. Ahring, B.K., and Westerman, P. 1987. Thermophilic anaerobic degradation of butyrate by a butyrate –utilizing bacterium in coculture and triculture with methanogenic bacteria. Appl. Environ. Microbial. 53:429-433.

3. Antranikian, G. 1990. Physiology and enzymology of thermophilic anaerobic bacteria degrading starch. FEMS Microbiol. Rev. 75:201-218.

4. Bateson, M. M., Wiegel, J., and Ward, D.M. 1989. Comparative analysis of 16S ribosomal RNA sequences of thermophilic fermentative bacteria isolated from Hot Spring cyanobacterial mats. Syst. Appl. Microbial. 12:1-7.

5. Beaty, P.S., and M.J. McInerney. 1989. Effects of organic acid anions on the growth and metabolism of Syntrophomas wolfei in pure culture and in defined consortia. Appl. Environ. Microbiol. 55:977-983.

6. Belkin, S., Wirsen, C. O., and Jannasch, H.W. 1986. A new sulfur-reducing, extremely thermophilic eubacterium form a submarine thermal vent. Appl. Environ. Microbiol. 51:1180-1185.

7. Bender, G. R., Sutton, S. V. W, and Marquis, R. E. 1986. Acid tolerence, proton permeabilities, and membranae ATPases of oral streptococci. Infect. Immun. 53:331-338.

8. Blotevogel, K. H., and Fischer U. 1985. Isolation and characterization of a new thermophilic and autotrophic methane producing bacterium: Methanobacterium thermoaggregans spec.nov.Arch. Microbiol.142:218-222.

9. Boone, D.R., and Bryant, M.P. 1980. Propionate-degrading bacterium, Syntrophobacter

wolinii sp. nov. gen. nov. from methanogenic ecosystems. Appl. Environ. Microbiol.40:626-630.

10. Boone, D.R., Johnson, R.L. and Liu, Y. 1989. Diffusion of the interspecies electron carriers H2 and formate in methanogenic ecosystems and implications in the measurement of Km for H2 and formate uptake. Appl. Environ. Microbial. 55:1735-1741.

11. Bouthier de la Tour, C., Portener, C., Nadal, M., Stetter, K.O., Forterre, P., and Duguet, M. 1990. Reverse gyrase, a hallmark of the hypothermophilic. J. Bacteriol. 172:6803-6808.

12. Bryant, F.O., and Adams M.W.W. 1989. Characterization of hydrogenase fron the hyperthermophilic archaebacterium, Pyrococcus furiosus. J. Biol. Chem.264:5070-5079.

13. Bryant, M.P. and Boone, D.R. 1987. Amended description of strain MST (DSM 800T), the type strain of Methanosarcina barkeri. Int. J. Syst. Bacteriol. 37:169-170.

14. Bryant, M.P., Wolin, E.A., and Wolfe, R.S.1967. "Methanobacillus omelianskii", a symbiotic association of two species of bacteria. Arch. Microbiol. 59:20.

15. Constantino, H.R., Brown, S.H., and Kelly, R.M. 1990. Purification and characterization of an glucosidase from a hyperthermophilic archaebacterium, Pyrococcus furiosis, exhibiting a temperature optium of 105 to 115°C. J. Bacteriol.172:3654-3660.

16. Dahl, C., Koch, H.G., Keuken, O., and Truper, H.G. 1990. Purification and chelation and characterization of ATP sulfurylase from the extremely thermophilic archaebacterial sulfate-reducer, Archaeoglobus fulgidus / FEMS Microbiol. Lett.67:27-32.

17. DiMarco, A.A., Smet, K.A., Konisky, J., and Wolfe, R.S. 1990. The formylmethanofuran-tetrahydromethanopterin formyltransferase from Methanobacterium thermoautotrophicum J. Biol. Chem.265:472-476.

18. Dwyer, D.F., Weeg-Aerssens, E., Shelton, D.R., and Tiedje, J.M. 1988. Bionergetic conditions of butyrate metabolism by a syntrophic, anaerobic bacterium in coculture with hydrogen-oxidizing methanogenic and sulfidogenic bacteria. Appl. Environ. Microbial. 54:1354-1359.

19. Eggen, R., Geerling, A., Watts, J., and W.M. de Vos. 1990. characterization of pyrolysin, hyperthermoactive serine protease fron the archaebacterium Pyrocossus furiosus. FEMS. Microbiol. Lett. 71:17-20.

20. Fukusumi, S., Kamizono, A., Horinouchi, S., and Beppu, T. 1988. Cloning and nucleotide sequence of a heat-stable amylase gene from an anaerobic thermophile, Dictyoglomus thermophilum. Eur. J. Biochem. 174:15-21.

21. Kenealy, W.R., and Zeikus J.G. 1982. Characterization and function of phosphoenolpyruvate carboxylase in Methanobacterium thermoautotrophicum. FEMS Microbiol. Lett. 14: 7-10.

22. Kjems, J., Leffers, H., Olesen, T., Holz, I., and Garrett, R.A. 1990. Sequence, organization and trascription of the ribosomal RNA operon and the downstream TRNA and protein genes in the archaebacterium Thermoflum pendens. Syst. Appl. Microbiol. 13:117-127.

23. Kobayashi, Y., Motoike, M., Fukuzumi, S., Ohshima, T., Saiki, T., and Beppu, T. 1988. Heat stable amylase complex produced by strictly anaerobic and extremely thermophilic produced by a strictly anaerobic and extremely thermophilic bacterium, Dictyoglomus thermophilum. Agric. Biol. Chem. 52:615-616.

24. Koch, R., Zablowski, P., Spreinat, A., and Antranikian, G. 1990. Extremely thermostable amylolytic enzyme from the archaebacterium Pyrococcus furiosus. FEMS Microbiol. Lett. 71:21-26.

25. Kojima, N., Fox, J. A., Hausinger, R. P., Daniels, L., Orme-Johnoson, W. H., and Walsh, C. 1983. Paramagnetic centers in the nickel-containing, deazaflavin-reducing hydrogenase from Methanobacterium thermoautotrophicum. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 80: 378-382.

26. Konig, H., and Stetter, K.O. 1982. Isolation and characterization of Methanolobus tindarius sp. nov., a coccoid methanogen growing only on methanol and methylamines. Zentralbl. Bakteriol. Microbiol. Hyg. 1 Abt. Orig. C 3:478-490.

27. Krzycki, J.A., Wolkin, R.H., and Zeikus J.G. 1982. Comparison of unitrophic and mixotrophic substrate metabolism by an acetate-adapted strain of Methanosarcina barkeri. J. Bacteriol. 149:247-254.

28. Kushner, D.J. 1978. Life in high salt and solute concentrations: halophilic bacteria, p. 317-368. In D.J. Kushner (ed), Microbial life in extreme environments. Academic Press Ltd., London.

29. Langworthy, T.A., G. Holzer, J. G. Zeikus, and T.G. Tornabene. 1983. Iso-and anteiso-branched glycerol diethers of the themophilic anaerobe Thermodesulfotobacterium commune. Syst. Appl. Microbial. 4:1-17.

30. Larsen, H. 1962. Halophilism, In I. C. Gunsalus and R.C. Stanier (ed), The bacteria: a treatise on structure and function, vol. 4 Academic Press, Inc., New York. pp. 297-342.

31. Lee, C.B.C. Saha, and J.G. Zeikus. 1990. Characterization of Thermoanaerobacter glucose isomerase in relation to saccharidase synthesis and development of single-step processes for sweetner production. App. Environ. Microbial 56:2895-2901.

32. Lee, C.Y., and J.G. Zeikus. 1991. Purification and characterization of thermostable glucose isomerase from Clostridium thermosulfurogenes and Thermoanaerobacter strain B6A. Biochem. J. 273:565-571.

33. Liu, Y., D.R. Boone, and C. Choy. 1990. Methanohalophilus oregonense sp. nov., a methylotrophic methanogen from an alkaline, saline aquifer. Int. J. Syst. Bacteriol. 40:111-116.

34. Ljungdahl, L. G., and L.H. Carreira. May 1983. High ethanol producing derivaties of Thermoanaerobacter ethanolicus. U.S. patent 4,385-117.

35. Matheson, A.T., G.D. Sprott, I.J. McDonald, and H. Tessier. 1976. Some properties of an unidentified halophile: growth characteristics internal salt concentration, and morphology. Can. J. Microbiol. 22:780-786.

36. Mathrani, I. M., D. R. Boone, R.A. Mah. G.E. Fox, and P.P. Lau. 1988. Methanohalophilus zhilinae sp. nov. , an alkalophilic, methylotrophic methanogen, Int. J. Syst. Bacteriol. 38:139-142.

37. Matin, A.1990. Keeping a neutral cytoplasm; the bioenergetics of obligate acidophiles. FEMs Microbiol. Lett. 75: 307-318.

38. Mah, R. 1982. Methanogenesis and methanogenic pathways. Philos. Trans. R. Soc. London Ser. B. 297: 599-616.

39. McInerney, M.J., M.P. Bryant, R.B. Hespell, and J.W. Costerton. 1981. Syntrophomonas wolfei gen. nov. sp. nov., an anaerobic syntrophic fatty acid oxidizing bacterium. Appl. Environ. Microbiol. 41:1029-1039.

40. Messner, P., D. Pum, M. Sara, K.O. Stetter, and U.B. Sleytr. 1986. Ultrastructure of the cell envelope of the archaebacteria Thermoproteus tenax and Thermoproteus neutrophilus. J. Bacteriol. 166:1046-1054.

41. Nozhevnikova, A.N., and V.I. Chudina. 1984. Morphology of the thermophilic aceite methane bacterium Methanothrix thermoacetophila sp. nov. Mikrobiologiya 53:618-624.

42. Oren, A., W.G. Weisburg M. Kessel, and C.R. Woese. 1984. Halobacteroides halobius gen. nov., sp. nov., a moderately halophilic anaerobic bacterium from the bottom sediments of the Dead Sea. Syst. Appl. Microbiol. 5:58-70.

43. Paterek, J.R. and P.H. Smith. 1985. Isolation and characterization of a halophilic methanogen from Great Salt Lake. Appl. Environ. Microbiol. 50:877-881.

44. Pharm, V.T., R.S. Phillips, and L. G. Ljundahl. 1989. Temperature-dependent enantiospecificity of secondary alcohol dehydrogenase from Thermoanaerobacter ethanolicus J. Am. Chem. Soc. 111:1935-1936.

45. Plant, A.R., B.K. C. Patel, H.W. Morgan, and R.W. Daniel. 1987. Starch degradation by thermophilic anaerobic bacteria. Syst. Appl. Microbial. 9:158-162.

46. Rengpipat, S., T. Langworthy, and J. G. Zeikus. 1988. Halobacteroides acetoethylicus sp. nov., a new obligately anaerobic halophile isolated from deep subsurface hypersaline environments. Syst. Appl. Microbiol. 11:28-35.

47. Romesser, J.A., R. S. Wolfe, F. Mayer, E. Spiess, and A. Walther-Mauruschat. 1979. Methanogenium, a new genus of marine methanogenic bacteria, and characterization of Methanogenium cariaci sp.. nov. and Methanogenium marisnigri sp. nov. Arch. Microbiol. 121:147-153.

48. Seely, R.J., and D. E. Fahrney. 1984. The cyclic 2,3-diphosphoglycerate from Methanobacterium thermoautotrophicum is the D enantiomer. Curr. Microbiol. 10:85-88.

49. Shah, N. N., and D.S. Clarke. 1990. Partial purification and characterization of two hydrogenases from the extreme thermophile Methanococcus jannaschii. Appl. Environ. Microbiol. 56:858-863.

50. Stadtman , T. C., and H. A. Barker. 1951. Studies on the methane fermentation.X. A new formate-decomposing bacterium, Methanococcus vannielii. J. Bacteriol 62:269-280.

51. Stieb, M., and B. Schink. 1989. Anaerobic degradation of isobutyrate by methanogeni enrichment cultures and by a Desulfococcus multivorans strain. Arch. Microbiol. 151:126-132.

52. Zhilina, T.N., 1986. Methanogenic bacteria from hypersaline environments. Syst, Appl. Microbial. 7:216-222.

53. Zhilina, T.N. and G.A. Zarvazin. 1990. Extremely halophilic, methylotrophic, anaerobic bacteria. FEMS Microbiol. Rev. 87:315-322.

54. Zillig, W., I. Holz, H.P. Klenk, J. Trent, S. Wunderl, D. Janekovic, E. Imsel, and B. Haas. 1987. Pyrococcus woesei, sp. nov., an ultra- thermophilic marine archaebacterium, representing a novel order, Thermococcales. Syst. Appl. Microbiol. 9:62-70.

55. Zuber, H. 1979. Structure and function of enzymes from thermophilic microorganisms. In M. Shilo (ed), Strategies of microbial life in extreme environments. Verlag Chemie, Weinheim, Germany. pp. 393-415

Dr. Juan Manuel Sánchez-Yáñez

Profesor Investigador Titular "C" T/C Perfil PROMEP

Laboratorio de Microbiología Ambiental Edif. B-3

Instituto de Investigaciones Químico-Biológicas

Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo

Ciudad Universitaria

Morelia, Michoacán, México

Rodolfo Farias-Rodríguez