La microflora bacteriana y fúngica de la rizósfera del pino (Abies vejari. L) en la sierra la Carolina de la Marta
Enviado por syanez
La microbiota bacteriana y fúngica de la rizósfera del pino (Abies vejari L), es clave en su sano desarrollo y en la posible selección de rizomicroorganismos para programas de reforestación. El objetivo de este trabajo fue analizar la microbiota bacteriana y fúngica de la rizósfera de A. vejari. Está investigación se realizó en un área llamada "la Carolina" de la sierra de la Marta, Municipio de Arteaga Coah, México.
Se colectaron 20 muestras de raíces o rizósfera del pino A. vejari y 20 de suelo alejado del sistema radical. Se utilizaron los técnicas recomendadas para el aislamiento, conteo e identificación de la microbiota de las raíces de plantas. Los resultados muestran que se aislaron una amplia diversidad de bacterias heterótrofas: celulolíticas, desnitrificantes, fijadoras asimbióticas de N2 y hongos.
Se encontro un efecto rizósfera (R:S) positivo de: 1.5 para bacterias; 2.0 para actinomicetos y 1.7 para hongos. Los géneros de las bacterias desnitrificantes que se detectaron fueron: Bacillus sp, Enterobacter aerogenes y Corynebacterium sp, del tipo celulolitico: Bacillus sp, Micrococcus luteus y Flavobacterium sp, de los géneros asimbióticas fijadoras de N2: Paenibacillus sp. E. aerogenes y Azotobacter vinelandii.
En relación a los géneros de hongos se identificaron: Penicillium spp Aspergil/us spp Cephalosporium sp, Absidia sp, Alternaria sp, Cladosporium sp, Curvularia sp , Fusarium spp. Se concluye que la riqueza microbiana de la rizósfera de A. vejari explica su importancia como árbol clave en la conservación y posible reforestación de la zona con problemas de pérdida del suelo.
Palabras clave: bosque, recurso natural, microorganismos, efecto rizósfera.
Abstract
The bacteria and fungi of rhizosphere of pine (Abies vejari L) are basic in its healthy development and possibility for selecting microorganisms to program for reforesting. The aim of this research was to determine the bacteria and fungi at rhizosphere of A. vejari. This research was made at zone called "la Carolina" of the hill, "la Marta", county of Arteaga, Coah., México. The methods used were the according literature. It were collected 20 samples of soil-rhizosphere of pine A. vejari and 20 of soil free roots samples. It was isolated celulolitic, denitrificant, nitrogen fixing free bacteria, and fungi. Results indicated a positive rhizosphere effect (R:S): 1.5 for bacteria; 2.0 for actynomicete and 1.7 for fungi. Denitrificant bacteria were: Bacillus sp, Enterobacter aerogenes and Corynebacterium sp, Celullotic: Bacillus sp, Micrococcus luteus and Flavobacterium sp, Nitrogen fixing free bacteria: Paenibacillus, E. aerogenes and Azotobacter vinelandii.
The fungi identifity were several species of: Penicillum, Aspergillus, Cephalosporium, Absidia, Alternaria, Cladosporium, Curvularia, Fusarium. It´s conclued that the rich microbial rizosphere of A. vejari explains its importance as key for conservating and possible reforesting of this site with soil losing problem.
Key words: forest, natural resource, microorganisms, rhizosphere effect.
Un concepto aceptado es que raíces de las plantas superiores no sólo están en contacto
con un ambiente fisicoquímico, el suelo contiene microorganismo s con los que existe una relación interdependiente mutua y vital (Miller et al., 1989b). Las raíces de las plantas están colonizadas por una amplia diversidad de microorganismos que inhiben o estimulan su crecimiento (Miller et al., 1990a). La influencia de la raíz sobre estos microorganismos, es mayor en la región que la rodea ó rizósfera, distinta al suelo sin raíces (Ranjeet et al., 2002).
En la rizósfera se detecta la máxima actividad microbiana, que se refleja en una mayor densidad de la población microbiana heterotrófica, comparada con la que existe en el suelo libre de raíces (Alexander, 1977), esto es clave para el ecosistema, pues los microorganismos facilitan la disponibilidad de nutrientes minerales para las plantas, mediante la mineralización de la materia orgánica vegetal y animal (Peña-Cabriales y Valdés, 1975; Miller et al., 1990c). Incluso por la supresión de fitopatógenos de raíz por competencia ó antagonismo, de esa forma contribuyen al mantenimiento del equilibrio biológico en la interfase suelo/rizósfera (Jurgensen y Davey, 1971). La planta con sus exudados radicales proporciona nutrientes a los microorganismos, para contribuir a la continuidad de los ciclos biológicos. (Cobb et al., 1997).
El área de estudio de este trabajo fue una zona de bosque mixto de coníferas-encinos en su mayoría Pinus sp, Paseudolsuga sp y Abies vejari de valor eco lógico y para la industria maderera (Martínez, 1963; Fokkema y Schippers, 1986). Está zona esta sujeta a incendios, tala inmoderada, etc. lo que reduce su extensión y provoca su deterioro, la importancia de conocer la diversidad microbiana en la rizósfera de A. vejari, se justifica por su impacto en la conservación de la Carolina Sierra de la Marta de Arteaga, Coah, Mexico. Los objetivos de este trabajo fueron: a) Analizar el efecto de rizósfera de Abies vejari sobre la microbiota bacteriana y fúngica del suelo. b) Identificar algunos grupos específicos de bacterias de su rizósfera (celulolíticas, desnitrificantes, fijadoras asimbióticas de N2) y los hongos microscópicos.
- Origen de las muestras.
Se obtuvieron 40 muestras (20 de rizósfera y 20 de suelo sin raíces) en la región boscosa de "la Carolina" sierra de la Marta, Municipio de Arteaga Coah., México. Se realizó una la colecta de pinos al azar de A. vejar. Las muestras de suelo o rizósfera se tomaron a profundidad de 25-30 cm. Se incluyeron 20 muestrtas del suelo alejado del fuste a 35 cm. Todas se llevaron al laboratorio para su análisis.
II. Análisis fisicoquímico del suelo.
Las muestras de suelo de rizósfera y sin raíces, se sometieron a un análisis fisicoquímico parcial de algunas de sus propiedades: color por la escala Munsell, pH relación suelo-agua 1 :2; textura por el hidrómetro de Bouyoucos, materia orgánica según el método de Walkley-Black , nitrógeno total por Kjeldahl (Peña-Cabriales y Valdés., 1975).
III. Aislamiento y cuantificación de microbiota de la rizósfera y del suelo alejado de A. vejari.
En el laboratorio se usó un gramo de cada muestra, se homogenizó y diluyó en tubos de
18 x 10 con 9 mI de solución salina estéril al 0.85 % (NaCI, p/v) se usaron diluciones desde 10-3 hasta 10-5 se sembró 0.1 ml en agar Walkman para bacterias heterótrofas. En agar Lingappa para actinomicetos, la muestra se distribuyo en la caja con aza de Driglaski. Para hongos se sembró 1.0 ml en Agar rosa de Bengala (Miller et al., 1989b).
La siembra en todo caso se realizó por cuadruplicado de igual forma para la cuantificación de la microbiota en el suelo libre de raíces. Los grupos específicos de bacterias se usaron: Agar base manitol y sales para bacterias asimbióticas fijadoras de nitrógeno molecular ; Agar nitrato al 0.2% para bacterias desnitrificantes y agar celulosa de Eggins y Push para bacterias de ese tipo (Ranjeet et al., 2002; Germida et al., 1998; Tinker y Saunders., 1975), este último grupo sólo se aisló de la rizósfera de A. vejari. La incubación para las bacterias fue en proemdio de 35- 37°C; para actinomicetos y hongos a temperatura ambiente 28-30°C. El conteo de bacterias desnitrificantes y libres de N2 se realizó a 24-48 h; el de celulolíticas de 2-7 días; los hongos y actinomicetos de 4-6 días.
La conservación de los aislados se realizo en tubos de 13 x 100 con 5 ml de agar glucosa extracto de levadura manitol (Lynch., 1990; Kremer el al., 1990). La identificación bioquímica de los grupos bacterianos con base en el criterio del manual de Bergey (Holt et al., 1994). y por microcultivo se identificaron según Sutton et al., (1998); Booth (1971); Bamett y Hunter (1972); Parkinson et al., (1963). Los hongos se conservaron en agar papa dextrosa, en todos los casos a temperatura de 15°C.
Resultados y Discusión
1.- Características fisicoquímicas del suelo de la rizósfera y del alejado de las raíces.
El suelo forestal de la Carolina sierra de la Marta de Arteaga, Coah, se clasificó como
podzólico, el análisis granulométrico indica que tiene una textura arcillosa, tanto el rizósferico como el suelo libre de raíces.
El suelo de rizósfera tiene como se suponía un elevado porcentaje en materia orgánica de 6.52%, mientras que el suelo libre de raíces un mediana cantidad con un 4.5%; el nitrógeno total fue mayor en la rizósfera con 0.32%, y diez veces menor en el suelo libre de raíces con un 0.22%; el pH con una ligera diferencia entre los dos sitios fue de 6.8 para rizósfera y 6.6 en suelo sin raíces de mínima tendencia a la acidez. Los valores del contenido en materia orgánica, nitrógeno total y pH explican en parte el impacto favorable de los exudados de la raíz del pino sobre la densidad y diversidad bacteriana y fúngica en esa zona de la planta (Grayston et al., 1999; Kremer et al., 1990; Miller et al., 1989b).
2.- Determinación del efecto de rizósfera de A. vejari.
El cuadro 1 muestra la densidad comparativa de los grupos microbianos en la rizosfera
de A. vejari; bacterias 25.560.000 UFC/g en rizósfera; contra 16.700.000 UFC/g en suelo libre de raíces: actinomicetos 7.020.000 UFC/g en rizósfera contra 3.500.000 en suelo sin raíces; hongos micromicetos 2.250.000 UFC/g en rizósfera contra 1.300.00 en suelo libre de raíces. En relación con los grupos seleccionados de la rizósfera como las bacterias celulolíticas fue: 1.480.000 UFC/g; de las asimbióticas fijadoras de N2 de: 1.130.000 UFC/g y de las desnitrificantes de: 2.320.000 UFC/g.
En la comparación de la densidad entre los grupos de la microbiota, fue evidente el efecto de estimulación positiva de los exudados radicales, sobre la densidad población microbiana del suelo, lo que además que explica que esa riqueza es consecuencia de una selección de microorganismos con potencial, de uso en programas de fertilización biológica de pinos, a nivel de invernadero/ vivero, previo a su traslado al campo para aumentar la probabilidad de éxito en reforestación de zonas devastadas (Miller, et al., 1990c) Lo anterior se basa en el hecho de que estos microorganismos son nativos de esos sitios y están adaptados a tales condiciones ambientales (Millar et al., 1990a).
El cuadro 2 se presenta el efecto de la rizósfera sobre los microorganismos del suelo de
la Carolina sierra de la Marta, Coah, en donde la relación R: S (rizósfera-suelo), determinó un impacto positivo de los exudados de la raíz de A. vejari sobre la microbiota bacteriana y fúngica expresado según los cocientes: bacterias 1.5; actinomicetos 2.0; hongos 1.7 (Singh, 1976). Lo que indirectamente sugiere la producción de compuestos orgánicos que estimulan el incremento en la densidad y diversidad de los microorganismos asociados a las raíces de A. vejari y apoya que algunos de cuales, tienen potencial para su aplicación en la germinación de semillas de pino en vivero y aumentar así la tolerancia de la planta a los cambios adversos del transplante en su ambiente natural (Cobb et al., 1997).
3.- Identificación de las rizobacterias de A. vejari.
En el cuadro 3 se muestran la identificación bioquímica de las bacterias de rizósfera de
A. vejari, de acuerdo con su morfología, reacción al Gram, como la microbiota heterotrófica aerobia dominante. El porcentaje comparativo entre las rizobacterias y las del suelo sin raíces; mostró un elevado porcentaje de bacilos cortos Gram negativos en la rizósfera del pino de un 80%, en contraste con el bajo por ciento de bacilos Gram positivos esporulados con un 10% y los bacilos Gram positivos no esporulados, con un 5%. Con la novedad de que se detectaron cocos Gram positivos en un 5%, en la rizósfera y en el suelo sin raíces. Este dato no es común puesto que en suelo libre de raíces, en general se reportan especies del género Bacillus, dada su tolerancia a la desecación, a la radiación UV y su capacidad de competencia microbiana (Lynch, 1990; Lynch y Whipps, 1990), lo cual significa que la riqueza microbiana de las raíces de los pinos puede ser mas compleja de lo que se supone.
En el cuadro 4 se muestran los principales géneros bacterianos celulolíticos: Bacillus sp y Micrococcus luteus, este coco Gram positivo representa un hallazgo nuevo para la rizósfera de pino pues en general se le considera sólo común en el aire o atmósfera , lo que sugiere que su habitat es más amplio de lo que se reporta. Se identificó un bacilo Gram Negativo inmóvil: Enterobacter aerogenes, entérico del intestino de insectos, como las termitas que se alimentan de madera, su detección en la rizósfera de A. vejari apoya que en realidad la familia Enterobacteraceae, es ubicua y no específica del sistema digestivo de animales de sangre caliente e insectos (Kalbe et a!., 1996; Kremer et al., 1990). Así como Flavobacterium sp que fue común en suelo libre de raíces, pero no en la rizósfera de plantas (Sato y Jiang, 1996).
Las bacterias desnitrificantes se identificaron como dominante fue el géneros: Bacillus sp, el que excepto por su condición de bacteria aeróbica en ausencia de oxígeno molecular, algunas especies usan nitrato como aceptar final de electrones (Mahaffe y Klopper, 1997). Además del género Corynebacterium sp que posee ciertas especies patógenas de flores y capacidad para oxidar hidrocarburos de origen vegetal en suelo, su detección en la raíz de pinos no es una coincidencia, pero se requiere investigar su posible impacto sobre el desarrollo de las raíces del A. vejari, este Corynebacterium sp fue resistente a telurito de potasio al 1.5%, lo que lo asocia con la especie patógena humana que causa la difteria y apoya su ubicuidad en la naturaleza (Barksdale, 1981). En general se observó que la actividad de una bacteria no necesariamente depende de su tipo de respiración sino de la condición que fisiológica que enfrenta y que está modulada por el ambiente.
Las bacterias asimbioticas fijadoras de N2 que se identificaron fueron: Bacillus polimyxa, actualmente Paenibacillus polimyxa, Enterobacter aerogenes y Azotobacter vinelandii, en el caso de este último grupo, se reporta que sintetizan polímeros de elevado peso molecular que podrían ayudar a la formación de agregados del suelo, lo que aunado a su capacidad de fijación biológica del N2 y/ó promoción de crecimiento vegetal, hacen este grupo atractivo para programas de reforestación, con ahorro de agua en la recuperación de suelo erosionados (Latour et al., 1996).
a). Hongos micromicetos.
En este sentido se recuperaron 43 aislados de rizósfera de A. vejari, los géneros dominantes fueron: Penicillium, Aspergillus, Absidia, Alternaria, Cephalosporium. Esta amplia gama de micromicetos, son un ejemplo de la riqueza de la población fúngica rizósferica de un pino sano, puesto que los analizados mostraron, un desarrollo acorde con su edad (Fokkema y Schippers., 1986; Tinker y Saunders., 1975). También se detectaron hongos que tienen potencial para uso industrial en la producción de antibióticos y en el control de enfermedades causadas por hongos fitopatógenos de raíz (Lynch., 1990; Kremer et al., 1990; Singh, 1976). Tambíen se identificaron algunos géneros y especies de deuteromycetos en el suelo sin raíces los dominantes fueron: Cladosporium , Curvularia, Fusarium, geotrichium, Monodyctis, Periconia y Trichoderma
Cuadro 1. Densidad de la microbiota bacteriana y fungica de la rizósfera de Abies vejar y alejada de sus raíces en la Sierra de la Marta, Artega, Coah. México.
Bacterias UFC/g X 106 | ||||||
Muestra | Rizósfera | Suelo | ||||
1 | 0.39 | 0.27 | ||||
2 | 5.94 | 5.00 | ||||
3 | 0.65 | 3.63 | ||||
4 | 0.48 | 0.20 | ||||
5 | 1.19 | 0.63 | ||||
6 | 1.83 | 1.78 | ||||
7 | 0.72 | 0.16 | ||||
8 | 8.60 | 0.77 | ||||
9 | 4.84 | 0.78 | ||||
10 | 0.92 | 0.54 | ||||
Total | 25.56 | 1.3.76 | ||||
Actinomicetos UFC/g X 106 | ||||||
1 | 0.16 | 0.11 | ||||
2 | 0.70 | 0.34 | ||||
3 | 0.39 | 0.13 | ||||
4 | 0.85 | 0.32 | ||||
5 | 0.26 | 0.12 | ||||
6 | 0.98 | 0.26 | ||||
7 | 0.54 | 0.48 | ||||
8 | 1.15 | 0.40 | ||||
9 | 2.19 | 0.23 | ||||
10 | 0.74 | 0.17 | ||||
Total | 7.36 | 2.42 | ||||
Hongos micromicetos UFC/g X 106 | ||||||
1 | 0.33 | 0.08 | ||||
2 | 0.06 | 0.04 | ||||
3 | 0.08 | 0.01 | ||||
4 | 0.24 | 0.05 | ||||
5 | 0.05 | 0.03 | ||||
6 | 0.14 | 0.02 | ||||
7 | 0.19 | 0.02 | ||||
8 | 0.23 | 0.12 | ||||
9 | 1.10 | 0.27 | ||||
10 | 0.39 | 0.08 | ||||
Total | 2.73 | 1.12 | ||||
Grupos específicos de bacterias UFC/g X 106 solo de rizósfera | ||||||
Celulolíticas | Fijadoras libres N2 | Desnitrificantes | ||||
1 | 0.01 | 0.13 | 0.36 | |||
2 | 0.10 | 0.01 | 0.28 | |||
3 | N.D. | N.O. | 0.56 | |||
4 | 0.02 | 0.04 | 0.30 | |||
5 | 0.25 | N.D. | 0.16 | |||
6 | 0.26 | 0.65 | 0.28 | |||
7 | 0.03 | 0.02 | 0.11 | |||
8 | 0.17 | 0.02 | 0.12 | |||
9 | 0.22 | 0.12 | 0.10 | |||
10 | 0.42 | 0.14 | 0.05 | |||
Total | 1.48 | 1.13 | 2.32 |
N.D. No determinada. Todos los valores son el promedio de cuatro repeticiones
Cuadro 2. Relación: rizosfera/suelo en la microbiota de Abies vejari, en la Carolina sierra de la arta Arteaga, Coah, México*.
UFC/g Xl06 | Relación | ||
Rizósfera | Suelo | R/S | |
Bacterias | 25.56 | 13.76 | 1.5 |
Actinomicetos | 7.36 | 2.42 | 2.0 |
Hongos | 2.73 | 1.12 | 1.7 |
* Todos los valores son el promedio de cuatro repeticiones.
Cuadro 3. Porcentaje de bacterias heterótrofas en rizósfera de Abies vejari y en suelo sin raíces en la Carolina, sierra de la Marta de Arteaga, Coah, México en base a su morfología microscópica y reacción al Gram.
Rizósfera | Suelo | |
Bacilos cortos Gram Negativos | 80% | 60% |
Bacilos Gram Positivos | 5% | 10% |
Bacilos Gram Positivos esporulados | 10% | 20% |
Cocos Gram Positivos | 5% | 10% |
Cuadro 4.Identificación bioquímica de las principales bacterias heterotroficas en la rizósfera de Abies vejari en la Carolina,. Sierra de la Marta. Arteaga. Coah.. México.
Morfología y patrón bioquímico | Aislado (desnitrificante)* * | Enterobacter aerogenes * | |
Movilidad | + | + | |
Hidrólisis de gelatina | + | + | |
Acido de lactosa | A | A | |
Maltosa | A | A | |
Manitol | A | A | |
Sacarosa | A | A | |
Gas de dextrosa | + | + | |
Catalasa | + | + | |
KCN | + | + | |
Citrato | + | + | |
Malonato | + | + | |
Roio de metilo | – | – | |
Indol | – | – | |
Hidrolasa de arginina | – | – | |
H2S | + | + | |
Lisina descarboxilasa |
– | + | |
Fenil-alanina-desaminasa | + | + | |
Ureasa | + | + | |
Vogues-Prokawer | + | + | |
Pruebas específicas | Aislado (celuloliticos)** | Flavobacerium sp. * | |
Movilidad | + | + | |
Pigmentación | Y | (amarilla) | |
Crecimiento a 37°C | + | V | |
Crecimiento a 28°C | + | V | |
Crecimiento a temperatura ambiente | + | V | |
Crecimiento a temperatura de 5°C | + | V | |
Resistencia a NaCl 1.5% | – | V | |
Hidrólisis de gelatina | – | – | |
Caseína | + | + | |
Almidón | – | – | |
Agar | – | – | |
Celulosa | + | + | |
Acido de glucosa | + | + | |
Lactosa | – | – | |
Sacarosa | – | – | |
Maltosa | – | + | |
Rojo de metilo | – | – | |
Indol | – | – | |
Citrato de sodio | – | – | |
H2S | – | ||
Ureasa | – | ||
Reducción de NO-3, a NO-2, | – | – | |
Pruebas específicas | Aislado fijador libre de N,** | Azotobacter vinelandii * | |
Morfología | Bacilos cortos | ||
Gram | – | – | |
Movilidad | + | + | |
Cistos | + | + | |
Capsula | + | + | |
Prod. Pigmento | – | + | |
Catalasa | + | + | |
Crecimiento en tioglicolato de sodio | – | + | |
Utilización: almidón | – | – | |
Utilización de ramnosa | A | a | |
Utilización de nitratos | + | + | |
Utilización de amonio | + | + | |
Utilización de fenilalanina | + | + | |
Utilización acido glutámico | + | + | |
Utilización de alanita | + | + | |
Utilización de manitol | A | a | |
Utilización de fructuosa | A | a | |
Utilización de glicerol | A | a | |
Utilización de rabinosa | A | a | |
Utilización de glucosa | A | + | |
Utilización de galactosa | A | a | |
Utilización de sacarosa | A | a | |
Utilización de citrato | + | + | |
Utilización de etanol | – | – | |
Utilización cetoglutarico | + | a | |
Utilización de acido fumárico | + | + | |
Hidrólisis gelatina | – | + |
* Cepa de referencia, (+)= reacción positiva; (-) reacción negativa; a= ácido; V= variable el 80% da reacción positiva.
Aislado**= grupo bacteriano representativo más frecuente detectado.
Cuadro 5. Detección de géneros y especies de hongos de la rizósfera de Abies vejari y en suelo sin raíces en la sierra de la Marta la Carolina, Arteaga. Coah, México.
Especie | Rizósfera | Suelo |
Absidia glauca | – | + |
Alternaria tenuia | – | + |
Aspeguillus ficuum | + | – |
Aspezuillus oryzae | + | – |
Aspeguillus aydowi | – | + |
Aspellius tamari | + | + |
Cephalosporium acremonium | + | + |
Cepahalosporium roseo-griseum | – | – |
Cephalosporium cladosporicides | – | – |
Curvularia lunata | – | + |
Fusarium oxysporum | – | + |
Geotrichum candidum | – | + |
Monodyctis sp. | – | + |
Penicillum fimiculosum | – | + |
Penicillum fuscum | – | + |
Penicillum javanicum | + | – |
Penicillum restrictum | – | – |
Penicillum rugulosum | – | + |
Penicillum terrestre | + | – |
Penicillum turbatum | – | + |
Periconia sp. | – | + |
Trichoderma lignorum | – | – |
(+) = recuperado; (-)= no recuperado.
Esta investigación apoya indirectamente que los exudados radicales de A. vejari, influyeron drásticamente sobre la elevada densidad y amplia diversidad de la población bacteriana y fúngica asociada a sus raíces. Se considera que existe un especial potencial de esos grupos en las raíces del pino, para su posible selección en programas de reforestación con inicio en vivero y posterior transplante en las zonas erosionadas.
Los deuteromicetos, fueron dominantes en esa zona, lo que también sugiere una posible actividad benéfica en los pinos. Investigación en progreso analiza su posible utilidad.
Agradecimientos
Al Departamento de Investigación de la UANL, por el apoyo logístico; a la CIC-UMSNH proyecto 2.7 (2005-2006) por las facilidades para la publicación de este trabajo. A Beatriz Noriega Gamboa por su paciencia en la escritura.
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Hernández-Escareno, A. G1.,
Castillo-Tovar J2
Sánchez-Yáñez J.M3
1Microbiología Industrial y del Suelo. Facultad de Ciencias Biológicas. Universidad Autónoma de Nuevo León. Apdo. Postal 414. cp. 64000. San Nicolás de los Garza, N. L.
2Facultad de Biología. Universidad Autónoma de Querétaro. Querétaro, Qro.
3Microbiología Ambiental. Instituto de Investigaciones Químico Biológicas. Ed. B-I C.U. Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo.
autor correspondiente,
Morelia, Mich. 58030. México.