Las saponinas y sapogeninas esteroidales (página 2)

Además, el átomo de carbono común a estos dos nuevos anillos está unido a dos átomos de oxígeno (estructura de un cetal) por los que a esta "cadena" lateral se le ha dado el nombre de cadena espirocetálica . Las sapogeninas pueden clasificarse de acuerdo a la estructura de los anillos E y F en espirostanos, furostanos y furoespirostanos fundamentalmente, siendo el primer grupo el más importante (fig. 2). Estos compuestos pueden presentar unión trans (serie 5a ) o cis (serie 5b ) entre los anillos A y B, además todos presentan grupos metilos en C-10 y C-13 dirigidos hacia la cara b de la molécula. En el caso de que las sapogeninas posean una insaturación entre C-5 y C-6 se clasifican como D 5 espirostanos.

Fig. 2 Ejemplos de espirostanos.

A) 3b -hidroxi-5a , 25R-espirostano.

B) 3b -hidroxi-25S-espirost-5-eno.

Adicionalmente a otros esteroides las sapogeninas presentan centros quirales en C-22 y C-25, determinando este último dos series para la clasificación de estos compuestos, la serie "iso" (configuración 25 R) y la serie "neo" (configuración 25 S).

Las saponinas esteroidales poseen de una a seis unidades de monosacáridos unidas entre sí mediante enlaces glicosídicos. Estas unidades son comúnmente hexosas, pentosas y deoxihexosas, entre los que se encuentran principalmente glucosa, rhamnosa, galactosa y xilosa. Los enlaces glicosídicos pueden tener configuración a o b . Este resto glicosídico, que puede ser lineal o ramificado en la mayoría de los casos se une con el aglicón a través del C-3 del mismo.

Aislamiento.

En la literatura se encuentra una gran cantidad de trabajos en los que se reportan la extracción de saponinas. En los mismos se aprecia la existencia de un tronco común en las metodologías utilizadas que se puede resumir en los siguientes pasos:

a) Proceso de desengrase del material vegetal: El mismo tiene como objetivo eliminar los compuestos lipídicos que posee la planta, que pueden afectar operaciones posteriores. El desengrase puede realizarse directamente al material vegetal o a extractos obtenidos de éste.

b) Obtención del "crudo" de saponinas: Se realiza la extracción del material vegetal empleando solventes polares tales como metanol, etanol y n-butanol o mezclas hidroalcohólicas de cada uno de ellos. El n-butanol es muy utilizado por su especificidad para este tipo de compuestos.

c) Hidrólisis de las saponinas: Generalmente se realiza por vía química utilizando un ácido mineral como catalizador y su finalidad es liberar las sapogeninas.

d) Extracción de las sapogeninas liberadas en el proceso de hidrólisis: En este proceso se utilizan solventes de mediana polaridad como acetato de etilo y cloroformo

Los pasos c y d se realizan para obtener las sapogeninas que se encuentran en forma de glicósidos y proceder a su caracterización como información previa en la elucidación estructural de las saponinas. En los últimos años, aparejado al desarrollo de las técnicas de Resonancia Magnética Nuclear, es cada vez más posible determinar estructuras de estas moléculas sin necesidad de utilizar métodos destructivos por lo que estas etapas pueden omitirse.

En el aislamiento y purificación de estos compuestos los métodos cromatográficos juegan un papel decisivo. En la literatura se reporta el uso de la cromatografía de capa delgada preparativa (CCDP) (17, 18) y cromatografía de columna (CC) (19). Entre los adsorbentes más utilizados en estas técnicas se encuentran la alúmina, sílicagel de diferentes granulometrias y más recientemente sephadex LH-20 (20, 21). La cromatografía gaseosa (CG) (22, 23) y más recientemente la cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) (24, 25) así como las técnicas de cromatografía de partición a contracorriente RLCC (Rotation Locular Countercourrent Chromatography) y DCCC (Droplet Countercourrent Chromatography) (26, 27) se han utilizado con estos propósitos.

En algunos trabajos encontrados en la literatura aparece el uso combinado de estas técnicas, especialmente en el caso de las saponinas, que por ser altamente polares y solubles en agua su purificación es una tarea difícil. Ejemplos de esto último son los trabajos de Fukahara y Kubo (27) en los cuales se logró la obtención de glicósidos con propiedades alelopáticas combinando técnicas basadas en la partición y los de Hostettman et al.(26), en los que aíslan saponinas esteroidales de la corteza del Cornus floridus mediante la utilización combinada de CC (Filtración por gel utilizando LH-20) y DCCC. En el aislamiento de saponinas esteroidales de las raíces y corteza de la planta denominada Balanites aegyptiaca fue utilizada esta última combinación y comparada con técnicas convencionales de CCD preparativa y CC. Utilizando sucesivamente la CC con sephadex LH-20 y sílicagel así como la aplicación de técnicas de HPLC se logró en la misma planta el aislamiento de saponinas de sus semillas (28).

Elucidación estructural.

Si se cuenta con patrones adecuados la cromatografía de capa delgada es un procedimiento eficaz para detectar de forma rápida las sapogeninas presentes en un extracto (29,30) lo cual puede ser corroborado por otros procedimientos. Esta técnica es menos útil en el caso de las saponinas por no disponerse comercialmente de patrones de este tipo de compuestos.

De modo general, en todos los trabajos donde se aborda la caracterización de estos metabolitos se hace uso de técnicas espectroscópicas.

El espectro infrarrojo (IR) de una sapogenina esteroidal posee (31) cuatro señales características del anillo F que aparecen aproximadamente a 850, 900, 920 y 985 cm-1. Si la intensidad de la señal en 900 cm-1 es mayor que la de 920 cm-1 estamos en presencia de una sapogenina de la serie "iso" (25 S) y en el caso contrario de una sapogenina de la serie "neo" (25 R). Por otra parte, el espectro IR nos puede revelar la presencia de determinados grupos funcionales (OH, CO, etc) que poseen una frecuencia de absorción característica.

La espectrometría de masas (EM) es una técnica que ha tenido amplia aplicación en el campo de los productos naturales, En el caso de las sapogeninas esteroidales los trabajos de Budzicbievicz, Djeriaasi y Wiltioms (32) en el año 1962 marcaron pautas para la interpretación de los espectros y el establecimiento de los caminos de fragmentación de dichas sustancias. El espectro de masas de una sapogenina esteroidal permite establecer el sistema de anillos, la naturaleza y posible localización de un sustituyente. Los espirostanos siguen un patrón de fragmentación en el que el sistema espiro es el que origina todos los fragmentos importantes, ya sea portando la carga o eliminándose como un fragmento neutro. En el caso específico de las sapogeninas podemos considerar que en el ion molecular (Fig. 3) la carga se localiza sobre uno de los átomos de oxígeno del sistema espiro (A y B), especies estas que pueden fragmentarse originando los iones oxonio A-1, A-2, B-1 y B-2.

Fig. 3 Fragmentación del ion molecular.

La formación de A-1 está favorecida por la existencia de un efecto estereoelectrónico (33) en el cual, un orbital p de OF que está situado en posición antiperiplanar respecto al enlace C20 – C22 , asiste a su ruptura. Cuando el anillo F invierte su conformación, el otro orbital p de OF se sitúa en posición anti respecto al enlace C22-OE con lo que se favorece la formación de A-2 (fig. 4). Un análisis similar puede realizarse con el ion molecular B.

Fig. 4 Efectos estereoelectrónicos en la fragmentación del ion molecular

Estos iones producen diferentes fragmentaciones (32) que se encuentran sólidamente confirmadas por estudios realizados utilizando marcaje con deuterio. El pico base para un gran número de compuestos entre los que se encuentran la diosgenina, hecogenina, tigogenina, sarsapogenina y deoxitigogenina tiene un valor m/e=139 lo cual se deriva de la siguiente fragmentación que muestra la figura 5.

Fig. 5 Fragmentación

Otra fragmentación importante conduce a una señal en m/e 115 (fig 6).

Fig. 6 Fragmentación

También en estos espectros aparecen señales a m/e 271, 285, 300, 342, 345 y 355 que son producto de procesos similares.

En ocasiones el los espectros de masa ordinarios hay señales que no se observan o aparecen con muy baja intensidad, lo que dificulta su asignación. Este problema se ha solucionado con la aparición desde la década de los 80 de nuevas técnicas (34, 35) para el registro de estos espectros. Así tenemos la espectrometría de masa por ionización de campo (FI-MS) y desabsorción en el campo (FD-MS) que son métodos de ionización suave para sustancias de baja volatilidad; espectrometría de masas por ionización química (CI-MS) y por bombardeo rápido de átomos (FAB-MS), siendo este último muy utilizado para ionizar moléculas no volátiles. Actualmente en muchos trabajos donde se reportan la caracterización de glicósidos (24, 36) se hace uso de estas técnicas, especialmente del FAB-MS. En uno de los más representativos (37), investigadores chinos al tratar de establecer la estructura de un compuesto nuevo, aislado de las raices del Solanum incanum, no observaron el pico correspondiente al ion molecular al registrar un espectro de masa ordinario. Al registrar un FAB-EM (modo positivo) pudieron identificar un pico a m/z 986 que asignaron a [M+H]+ y otros picos significativos a m/z 882 [M – Pentosa + CHO]+, 720 [m/e 882 – Pentosa – CHO]+, 576 [m/e 720 – Deoxihexosa + CHO]+, 442 [m/e 576 – Pentosa]+ y 397 [Aglicón + H]+ con lo cual propusieron la siguiente fragmentación (figura 7).

Fig. 7 Fragmentación de un glicósido

La Resonancia Magnética Nuclear (RMN) es una técnica muy poderosa y útil en la caracterización de saponinas y sapogeninas esteroidales.

En la literatura aparecen compilaciones de los corrimientos químicos en los espectros de RMN 1H de gran cantidad de sapogeninas esteroidales. Se destaca en la década de los 60, la realizada por K. Tori y K. Aono (38) donde aparecen 155 compuestos y se relaciona la posición de las señales correspondientes a los metilos en C-18, C-19, C-21 y C-27 que son características de estos compuestos con la presencia de sustituyentes o insaturaciones en distintas posiciones, así como se plantean reglas de aditividad para los corrimientos químicos de los metilos angulares en función de dichos sustituyentes, siempre que no haya cambios en la estereoquímica del esqueleto esteroidal. Los metilos 18 y 19 aparecen como singletes con corrimientos químicos entre 0,95 y 1,10 ppm y los metilos 21 y 27 aparecen como dobletes que acoplan con el H-20 y el H-25 respectivamente (J 3=6,5 ,5 ± 0,3 Hz) y corrimiento químico entre 0,78 y 0,80 ppm.

La asignación de las señales en estos espectros se comienza a realizar por las más desblindadas que son fácilmente identificables y que pertenecen a hidrógenos enlazados a carbonos con hibridación sp2 o enlazados a un átomo de oxígeno.

También son señales características de estos compuestos las correspondientes a los H a y b ) unidos a C-26 entre 3,30 y 3,5 ppm. El H-26a (axial) aparece como un triplete alrededor de 3,32 ppm, su multiplicidad se debe a un doble acoplamiento cuasidegenerado geminal y vecinal axial-axial (J2» J3» 10,6 Hz). El H-26b (ecuatorial) aparece como un doblete de doblete en 3,5 ppm y su multiplicidad se debe al acoplamiento geminal (J2=10,6 Hz) y vecinal ecuatorial-axial (Jea3 = 2,6 Hz).

La señal del H-16a aparece como cuarteto en 4,4 ppm y es debida al acoplamiento con protones 15b (ecuatorial), 15a y 17b (cuasiecuatoriales) (39).

Los estudios de RMN 13C son muy útiles en la elucidación de la estructura de estos compuestos dada la sensibilidad de la señal al tipo y estereoquímica de los sustituyentes. En la década del 70, Blunt y Stothers (40) realizaron una compilación de los corrimientos químicos de los espectros de alrededor de 400 derivados esteroidales. Posteriormente se realizaron otros trabajos de este tipo, destacándose el resumen presentado por Agrawal y colaboradores (2) dirigido a saponinas y sapogeninas esteroidales.

En general, los espectros RMN 13C de estos compuestos se registran de forma desacoplada para evitar el solaplamiento de señales debido a la elevada magnitud del acoplamiento 13C-1H (120-250 Hz).

En este caso, la asignación se comienza a realizar también por las señales más desblindadas y otras típicas de estas estructuras que son fácilmente reconocibles. Las señales diagnósticas de los espirostanos pertenecen al anillo F y se muestran en la siguiente tabla.

En los D 5- espirostanos aparecen señales a 141,2± 0,8 y 121,0± 0,4 ppm asignadas a C-5 y C-6 respectivamente.

La determinación de las constantes de acoplamiento (JC-H ) nos facilita la asignación de carbonos hidroxilados pues en este caso su valor es de 142 ± 2 Hz mientras que en el resto de lo átomos oscila de 120 a 130 Hz (2).

Para estos compuestos normalmente no hay afectación en los corrimientos químicos de los átomos de carbono del anillo F por la presencia de sustituyentes en A, B y C. La comparación con espectros compilados en la literatura facilita la asignación del resto de las señales (2).

Muy utilizadas son las técnicas auxiliares DEPT (Distortion Enhacement by Polarization Transfer), SFORD (Single Frecuency Off Resonence Decoupled), ATP (Attached Proton Test) e INEPT (Insensitive Nuclei Enhanced By Polarization Transfer) que permiten diferenciar los distintos átomos de carbono (CH3, CH2, CH y C cuaternario) y facilitan la asignación (41, 42).

En los glicósidos, además de caracterizar el aglicón es necesario determinar el número de monosacáridos y caracterizarlos, lo que se realiza a partir del número de señales correspondientes a carbonos anoméricos y por comparación con espectros de azúcares libres.

La forma de conexión entre las distintas unidades de azúcares en quizás la información más significativa que nos brinda el espectro RMN 13C, la que es muy difícil de obtener por otras vías. La secuencia de los azúcares puede determinarse en base a los corrimientos químicos o a la medición de los tiempos de relajación (t 1). Los corrimientos químicos de los monosacárido terminales de una cadena glicosídica prácticamente no varían respecto a los metil-O-glicósidos correspondientes. En las unidades de monosacáridos internas la glicolización provoca un corrimiento de la señal a bajo campo en el carbono a (anomérico) y a campo alto en el carbono b . Estos efectos son independientes de la naturaleza del monosacárido y nos brindan un método para el establecimiento de la conectividad entre las unidades de azúcares. El resto de las señales de cada unidad no se afectan y pueden ser comparadas con los metil-O-glicósidos correspondientes. El uso del tiempo de relajación para este objetivo está basado en que el valor N.t 1 (N: población del estado) para los carbonos de las unidades de monosacáridos se incrementa con la distancia a que estos se encuentren del aglicón .

Por otra parte, según el valor del corrimiento químico, es posible establecer la configuración de los carbonos anoméricos por la dependencia que existe entre ellos.

Por último, comparando los valores de los corrimientos químicos de la saponina con los de la sapogenina libre correspondiente se puede conocer el lugar del aglicón en el que se unen los azúcares, por la variación que experimenta este valor en el carbono unido a un OH (sapogenina), respecto al mismo carbono unido al resto azucarado (saponina) (2).

Trabajos más recientes (43-45) reportan la utilización de otras técnicas, particularmente útiles en la asignación de señales correspondientes a los azúcares. Entre estas se encuentran las de correlación homonuclear HH COSY (Correlation Spectroscopy) y TOCSY (Total Correlation Spectroscopy) así como HMQC (Heteronuclear Multiple Bond Correlation) que permite correlacionar las señales de los espectros protónico y de carbono así como NOESY (Nuclear Overhauser Effects Spectroscopy) en la cual la interacción de los protones que correlacionan ocurre a través del espacio y es útil en el establecimiento de la forma de unión entre las unidades de monosacáridos.

Bibliografía

1. Lacaille-Dubois, M. A.; Wagner, H. 1996. A review of the biological and pharmacological activities of saponins. Phytomedicine, 2, 363-386.
2. Agrawal P. K.; Jain D. C.; Gupta R. K.; Thakur R. S. 1985. Carbon-13 NMR spectroscopy of steroidal sapogenins and steroidal saponins. Phytochemistry, 24, 2479-2496.
3. Zamilpa, A.; Tortoriello, J.; Navarro, V.; Delgado, G.; Alvarez, L. 2002. Five New Steroidal Saponins from Solanum chrysotrichum Leaves and Their Antimycotic Activity. J. Nat. Prod, 65, 1815-1819.
4. Aquino, R.; Conti, C.; DeSimone, F.; Orsi, N.; Pizza, C.; Stein, M. L. 1991. Antiviral activity of constituents of Tamus communis. J. Chemother. 3, 305-309.
5. Sung, M. K.; Kendall, C. W. C.; Rao, A. V. 1995. Effect of saponins and Gypsophila saponin on morphology of colon carcinoma cells in culture. Food Chem. Toxicol. 33, 357-366.
6. Sauvaire, Y.; Ribes, G.; Baccou, J. C.; Loubatier´es-Mariani, M. M. 1991. Implication of steroid saponins and sapogenins in the hypocholesterolemic effect of fenugreek. Lipids, 26, 191-197.
7. Kato, A.; Miura, T.; Fukunaga, T. 1995. Effects of steroidal glycosides on blood glucose in normal and diabetic mice. Biol. Pharm. Bull. 18, 167-168.
8. Zhang, J.; Meng, Z.; Zhang, M.; Ma, D.; Xu, S.; Kodama, H. 1999. Effect of six steroidal saponins isolated from Anemarrhenae rhizoma on platelet aggregation and hemolysis in human blood. Clin. Chim. Acta. 289, 79-88.
9. Silva G. M., De Souza A. M., Lara L. S., Mendes T. P., Da Silva B. P., Lopes A. G., Caruso-Neves C., Parente J. P. 2005. A new steroidal saponin from Agave brittoniana and its biphasic effect on the Na+-ATPase activity . Z. Naturforsc. C, 60, 121-127.
10. Da Silva, B. P.; De Sousa, A. C.; Silva, G. M.; Mendes, T. P.; Parente, J. P. 2002. A new bioactive steroidal saponin from Agave attenuata. J. Biosci. 57, 423-428.
11. Abdel-Gawad, M. M.; El-Sayed, M. M.; Abdel-Hameed, E. S. 1999. Molluscicidal steroidal saponins and lipid content of Agave decipiens. Fitoterapia, 70, 371-381.
12. El-Sayed, M. M. 1998. Molluscicidal steroidal saponins from Agave ferox. J. Pharm. Sci., 7, 73-79.
13. Gonzalez, A. G.; Hernández, J. C.; León, F.; Padrón, J. I.; Estévez, F.; Quintana, J.; Bermejo, J. 2003. Steroidal saponins from the bark of Dracaena draco and their cytotoxic activities" J. Nat. Prod., 66, 793-798.
14. Oleszek, W.; Sitek, M.; Stochmal, A.; Piacente, S.; Pizza, C.; Cheeke, P. 2001. Steroidal saponins of Yucca schidigera Roezl. J. Agric. Food Chem. 49, 4392-4396.
15. De Combarieu, E.; Fuzzati, N.; Lovati, M.; Mercalli, E. 2003. Furostanol saponins from Tribulus terrestris. Fitoterapia, 74, 583-591.
16. Feng, L.; Li-Jun, L.; Zeper, A.; Yun-Chong, Y.; Jian-Gong, S. 2002. Structural characterization of steroidal saponins by electrospray ionization and fast-atom bombardment tandem mass spectroscopy. Rapid Commun. Mass Spectrom., 16, 1168-1173.
17. Luck de Ugaz O. 1988. "Investigación fitoquímica: Métodos en el estudio de productos naturales". Editorial de la Pontificia Universidad Católica. Perú. p 1, 9, 63.
18. Heftmann E. 1976. "Chromatography of steroids". Journal Chromatography Library. Vol. 8. Ed. Elsevier Scientific Publishing. Amsterdam.
19. Usubillaga A., Meccia G. 1987. "Steroidal sapogenins from Solanum sacorpioideum". Journal of Nat. Prod. 50.
20. Espejo O. 1981. "Spirostanic diosgenin precursors from Dioscorea composite tubers". Phytochemistry. 21, 413-416.
21. Hostettmann K., Hostettmann M. Marston A. 1985. "Preparative Chromatography Techniques. Aplication in Natural Product Isolation". Edited by Springer-Verlag. Berlín. p. 15,121.
22. Robaina C. 1979. "Estudio Fitoquímico del Agave fourcroydes". Revista Cubana de Farmacia. 13, 59-61.
23. Sánchez M. J. 1972. "Estudio de la variación del contenido de sapogeninas en el Agave fourcroydes de diferentesplantaciones de Cuba". Rev. Cubana de Farmacia 6, 2-3.
24. Pettit G., Doubek D., Herald D., Numata A. 1991."Isolation and structure of cytostatic steroidal saponins from the african medicinal plants Balanites aegyptyca". J. Nat. Prod. 54, 1491-02.
25. Hunter I., Walden M., Bailey G., Heftmann E. 1981."High-performance liquid chromatography, infrared and raman spectra of steroidal sapogenins". Journal of Naturals Products. 44.
26. Hostettmann K., Hostettmann M. Marston A. 1985. "Preparative Chromatography Techniques. Aplication in Natural Product Isolation". Edited by Springer-Verlag. Berlín. p. 15,121
27. Fukuhara K. y Kubo I. 1991. "Isolation of steroidal glycoalkaloids from Solanum incanum by two countercurrent chromatographic methods". Phytochemistry. 30, 685-687.
28. Pettit G., Doubek D., Herald D., Numata A. 1991. "Isolation and structure of cytostatic steroidal saponins from the african medicinal plants Balanites aegyptyca". J. Nat. Prod. 54 , 1491-02.
29. Martinez A., Nogueiras C. 1993."Contenido de sapogeninas esteroideles en agaves de ciclo corto: Manfreda brachystachis (cav.) Rose (rizosomas)" . Trabajo de Diploma. Facultad de Química. Universidad de La Habana.
30. Lorey S., Porzel A. 1996. "Two new steroidal alkaloid glycosides from Solanum coccinerum". Phytochem. 41, 1633
31. Wall M., Eddy C., Klumpp M. 1952. Journal Am. Chem Soc. 42, 4013.
32. Budzikiewicz H., Djerassi C., Williams D. 1964."Structure elucidation of natural products by mass spectroscopy". Vol II: Steroidal sapogenins. Ed Holden-Day. 2da. Edición. San Francisco. California. p. 110.
33. Deslongchamps P. 1983. "Stereoelectronic effect in organic chemistry".Ed Pergamon Press. 1ra. Edición. Londres.
34. Riviera C. 1986. "Avances recientes en la espectrometría de masas por desabsorción en el campo y por bombardeo rápido de átomos en productos naturales". Revista Latinoamericana de Química. 17, 191-199.
35. Xing-Long Li, De-Zu Wang, Su-Gong Wu , Chong -Pen Yang. 1990 "Triterpenoid saponins from Pulsatilla campanela".Phytochemistry 29, 595.
36. Avilov S. 1994. "Structure of cocumarioside G-2, a novel nonholostane glycoside from the sea Cuumber Eupentacta Fraudatrix". Journal of Nat. Prod. 57, 1166-71.
37. Chun-Nan Lin, Chai-Ming Lu, Ming-Kung Cheng, Kim-Hong Gan, Shen-Jeu Won. 1990. "The cytotoxic principles of Solanum incanum" . Journal of Natural Products. 53, 513.
38. Tori K., Aono K. 1964. "NMR studies on steroid V. Steroidal sapogenins and their derivates". Anual Report of SHIONOGI. No. 14. 136.
39. Alonso E. 1990. "Síntesis de análogos espirostánicos de brasinoesteroides". Tesis en opción al grado de Doctor en Ciencias Químicas. Facultad de Química. Universidad de La Habana.
40. Blunt J. W. , Stotthers J. B. 1977. "13 C- NMR spectra of steroids. A suyvey and commentary". Organic Magnetic Resonance. 9, 439.
41. Puri R.; Wong T. C.; Puri R. K. 1994."1H and 13C NMR assignments and structural determination of a novel glycoalkaloid from Solanum platanifolium". Journal of Natural Products. 57, 587.
42. Mahato B., Sahuwp A., Tanaka K.. 1980 "Steroidal alkaloids from Solanum khasianum. Aplication of 13C NMR spectroscopy to their structural elucidation" Phytochemistry. 13, 2017-2020.
43. Ripperger H., Porzel A. 1997. "Steroidal alkaloid glycosides from Solanum suaveolens". Phytochemistry. 46, 1279-82.
44. Ripperger H. 1997. "Steroidal alkaloid glycosides from Solanum upuro". Phytochemistry. 44, 731-734.
45. Tian R. H., Ohumura E.; 1997. "Abutiloside A, a 26-acylamino-3 beta, 16 alpha-dihidroxi-5 alpha-cholesta-22-one glycoside from Solanum abutiloides". 44, 723-726.

Autor

Nombre y apellidos: José Orestes Guerra de León. Profesor Auxiliar. Jefe de Departamento de Licenciatura en Química.

Fecha de nacimiento: 13 de diciembre de 1955

Universidad donde trabaja: Universidad Central "Marta Abreu" de Las Villas

Título Universitario de 3er nivel: Licenciado en Química

• Año en que lo obtuvo: 1979
• Centro de Educación Superior donde lo obtuvo: Universidad Central "Marta Abreu" de Las Villas

Titulo Académico de 4to nivel (Master o Doctor) y en que especialidad: Master en Química Orgánica.

• Año en que lo obtuvo: 1999
• Centro de Educación Superior donde realizó la Maestría: Universidad de La Habana.

Titulo Académico de 4to nivel (Master o Doctor) y en que especialidad: Doctor en Ciencias Químicas.

• Año en que lo obtuvo: 2005
• Centro de Educación Superior donde realizó el Doctorado: Universidad de Cádiz. España.

José Orestes Guerra de León

Clara Nogueiras Lima

Cuba, Santa Clara, 10 de diciembre de 2007