Producción de semilla de papa (Solanum tuberosum L.) prebasica (página 2)

La técnica de aeroponia es una herramienta ideal para obtener semilla pre-básica de papa. Las semillas de papa obtenidas son de excelente calidad, tamaño y peso apropiados para la siembra, además de producir tubérculos libres de virus, hongos, bacterias y nematodos. Esta técnica se inicia con vitroplantas.

El uso de técnica del aeroponia para producir minitubérculos de plántulas (Sun y Yang, 2004), consiste en cajones oscuros de cultivo, bombeo, tubo con nebulizadores en línea, temporizador y tanque de la solución nutritiva. Un tubo con varios nebulizadores pasa a través del de cajones oscuros de cultivo y nebuliza una solución nutritiva en la zona de la raíz de las plantas.

Los cajones oscuros tienen una tapa removible con agujeros de media pulgada para sostener las plantas. Las vitroplántulas son trasplantadas en estos agujeros y fijadas con material esponjoso. La solución nutritiva es rocía asperjada por 30 segundos después de cada 3 minutos en las fases de desarrollo iniciales. El intervalo de nebulización se prolonga una vez a 15 minutos a medida que las plantasc se desarrollan. El sistema permite repetido cosechas repetidas de minitubérculos de tamaño deseable. En este sistema aeropónico, es posible producir 5 a 10 veces más minitubérculos/m2 en comparación a camas/substrato de cultivos de invernadero (Sun y Yang, 2004).

3.2.4 Producción de Minitubérculos de Microtubérculos

Los microtubérculos son tubérculos miniatura desarrollados in vitro bajo condiciones inductoras de tubérculos. Son muy pequeños (100-150 mg) y conveniente para el manejo, almacenamiento y transporte a distancias largas.

El procedimiento general de producción de microtubérculos consiste en la multiplicación masiva de plantas in vitro en medio de propagación líquido en matraces/cajas magenta. Los segmentos de tallo (cada uno con 3-4 nodos) obtenidos de 5-6 en plantas in vitro son cortados e inoculados en cada recipiente que contiene 20 ml de medio líquido de propagación y los recipientes son incubados estacionariamente bajo condiciones normales de propagación de plantas de papa [22-25ºC de temperatura y luz 50-60 micromoles.m2.sec-1, fotoperíodo de 16 hr µE/m2/s). Bajo éstas condiciones de cultivo, se desarrollan un número de plántulas a partir de yemas axilares, las cuales llenan el recipiente en 15-20 días (Figura 12).

Para la producción de microtubérculos, el medio de propagación líquido del recipiente se decanta bajo condiciones de flujo laminar y se reemplaza por un medio de inducción de microtubérculos. Los microtubérculos empiezan a desarrollarse epígeamente en 1-2 semanas dependiendo del genotipo, los cuales son cosechados después de 60-75 días de incubación. El proceso de producción del microtubérculo es representado en la Figura 13.

Los microtubérculos son delicados y dormantes, por ello necesitan almacenarse durante 3-4 meses a 5-6 °C antes de plantarse. Durante el almacenamiento pueden ocurrir fuertes pérdidas debido al encogimiento, pudriciones y brotación excesiva. Para evitar estas pérdidas, es necesario enverdecer los microtubérculos durante 10-15 días en luz difusa o artificial antes de la cosechas (Naik y Sarkar 1997).

Los microtubérculos cosechados son lavados, tratados con fungicida, secados bajo oscuridad, empacados en bolsas de polietileno perforado y almacenados a 5-6 °C hasta la liberación de la dormancia.

Akita y Takayama (1994) reportaron rendimiento de 500-960 microtubérculos de peso uniforme de 100 cortes nodales cultivados en fermentadores de 10 litros. Incrementando el tiempo de tuberización se produjeron 1,653 microtubérculos con peso fresco total de 1,420 g. Aproximadamente 30% de estos microtubérculos pesaron más de 1 g.

Teisson y Alvard (1999) pudieron producir hasta 3 microtubérculos por nodo original y 90 microtubérculos por vaso en un sistema RITA® de 1 litro, 50% de los cuales fueron arriba de 0.5 g.

Dos tipos de reactores automatizados de bajo costo, a saber de inmersión continua (con o sin malla) e inmersión temporal (RITA) (Figura 13) que usan reflujo e inundación para la producción de microtubérculos de papa en dos pasos.

Para la construcción del sistema de inmersión temporal, se requiere de dos temporizadores, dos válvulas solenoides (electroválvulas), dos bombas de aire, filtros microporo de 0.2&µ, racores ó conectores de nylon, mangueras de silicona autoclaviables, dos recipientes de vidrio translúcidos de 5 litros de capacidad, y dos tapones de caucho ajustables que se perforan para abrir tres orificios en cada uno de los tapones de 5 mm, en los cuales se introducen 3 tubos de vidrio, uno de ellos hasta el fondo del recipiente, que sirve para interconectar los frascos mediante mangueras de silicona y poder de esta manera hacer el intercambio de medio de un frasco al otro, el otro tubo se introce hasta la mitad del frasco, este corresponde a la entrada de aire, que es esterilizado por filtración, en el tercer orificio se introdujo un tubo de vidrio hasta que quede al ras de la parte inferior del tapón, este está conectado a una válvula solenoide que tiene como función permitir un pequeño escape de aire, lo cual permite liberar presión acumulada dentro del sistema (Fig. 13, 14).

Según el tiempo programado en el temporizador, se acciona este y se abre una de las bombas de aire, permitiendo que el aire proveniente de la bomba impulse el medio de cultivo hacia el frasco que contiene los explantes; al mismo tiempo, se abre una válvula solenoide permitiendo un pequeño escape de aire, lo cual permite liberar presión acumulada dentro del sistema.

Estos procesos ocurren primero en el frasco que contiene el medio y luego se encienden el temporizador y la válvula conectados al frasco que contiene los explantes, permitiendo que el medio de cultivo retorne al recipiente inicial. Las condiciones de esterilidad se logran mediante el empleo de filtros microporo de 0.2 µm y la previa esterilización de todos los componentes del biorreactor que tienen contacto con el medio de cultivo.

Durante el período de inmersión, el flujo de aire permite el burbujeo del medio, remueve los explantes y cambia la atmósfera dentro del recipiente de cultivo. Pasado el tiempo de inmersión, se activan la segunda bomba de aire y se abre la segunda válvula por medio del segundo temporizador y se regresa el medio al recipiente de almacenamiento.

Para el control del tiempo de inmersión y la frecuencia de los ciclos de inmersión en este sistema biorreactor de doble envase, se logra con la sincronización de los dos temporizadores programables. El sistema fue construido en total con componentes, que se pueden encontrar en el comercio nacional, con excepción de los filtros, que son importados.

Los minitubérculos también pueden producirse a partir de microtuberculos en altas densidades de planteo en camas de invernadero como en el caso de las plantas in vitro (Naik 2005). Las ventajas principales de microtubérculos sobre las plántulas in vitro es que estos son menos delicados, fáciles de manejar y transportar, y requieren menos cuidado durante el planteo y las operaciones de posplante (Hoque et al. 1996, Naik et al. 2000, Wang y Hu 1982). Sin embargo, toma 2-3 meses más de tiempo en el laboratorio para la producción de microtubérculos, los cuales también necesitan almacenarse para romper la dormacia. Posteriormente, los rendimientos de los microtubérculos en las camas de invernadero son similares a los de las vitroplantas aunque los microtubérculos tienden a producir tamaños más grandes de minitubérculos (Ahloowalia 1994).

3.2.5 producción de Minitubérculos de Semilla botánica de papa

La papa se puede propagar de dos maneras, vegetativamente (clonalmente) y sexualmente (por semilla botánica). La forma vegetativa de propagación es menos exitosa en condiciones naturales, especialmente cuando existe alta competencia con otras especies de plantas.

Actualmente, la producción comercial de papa a través del mundo está casi completamente basada en la propagación vegetativa. Se plantan los tubérculos y éstos producen nuevas plantas y tubérculos que tienen un genotipo idéntico al de la planta madre. Sin embargo, el sistema de multiplicación vegetativa no está ajeno a problemas, entre los cuales se incluye: la transmisión de enfermedades, el abultamiento, una tasa de multiplicación lenta y la pudrición de los tubérculos semilla. A fin de mejorar el abastecimiento de material de plantación de papa existe una investigación en marcha para desarrollar nuevas formas de multiplicación vegetativa, así como multiplicación sexual. Con ésta última, se cosechan las bayas (frutos) de una planta de papa. La semilla botánica que se extrae de las frutas se utiliza como material de plantación.

El uso de híbridos de papa ofrece varias ventajas respecto de las variedades de papa que se multiplican sólo vegetativamente. Una sola fruta o baya contiene un promedio de 150 a 200 semillas. La SVP tiene varias ventajas; puede producirse fácilmente, no es voluminoso y por lo tanto fácil de guardar y transportar, sólo aproximadamente 50-125 g de SVP es suficiente para plantar una hectárea y la mayoría de los virus se eliminan durante el proceso de formación de la semilla sexual. Mientras varios cientos de enfermedades pueden transmitirse por multiplicación vegetativa del cultivo, sólo cuatro enfermedades pueden transmitirse potencialmente a través de semilla botánica. Al eliminar estas cuatro enfermedades de la población parental, se puede disponer de material de plantación absolutamente libre de enfermedades para el cultivo de papa.

La semilla verdadera de papa (Figura 15) puede utilizarse para producción de papas (semilla y de consumo) en tres formas diferentes: (a) siembra directa, (b) trasplante (de invernadero a campo o de invernadero a invernadero), y (c) producción en semillero. Los datos económicos y climáticos, el rendimiento y tamaño del tubérculo deseado, el o los sistemas agrícolas locales imponen cuál de estos métodos elegir para producir la primera generación de tubérculos de semillero. Los protocolos generales para los tres sistemas están disponibles y han sido utilizados en muchos países. Estos protocolos a menudo se modifican para adaptarse a las fuerzas locales del sistema agrícola. El en la segundo forma (b), las plántulas de papa se desarrollan en camas de viveros o en charolas en invernaderos y son trasplantadas en el campo cuando tienen de 4 a 5 hojas.

El cultivo de papa desarrollado de plántulas es cosechado a la madures. Este método requiere aproximadamente de 125 g de SVP y 75 m2 de camas de vivero para desarrollar plántulas suficientes para trasplantar en una hectárea. En el segundo método, los tubérculos de tamaños pequeños se producen permitiendo que las plántulas maduren en las camas del vivero o en las charolas de invernadero. Las plántulas son cortadas al nivel del suelo cuando maduran y se cosechan en 10-15 días cuando la piel del tubérculo se pone firme y bien desarrollada. Estos tubérculos de plántulas se almacenan y se usan como material de planteo para desarrollar el cultivo comercial en la siguiente temporada. Se requieren aproximadamente 50-60 g de SVP y 250-300 m2 de superficie de cama de vivero para producir suficientes tubérculos de plántulas para plantar una hectárea.

La siembra directa de una hectárea de papas con semilla botánica requiere de 100 a 250 gramos de semilla, lo que es considerablemente inferior a los 2.000 a 3.000 kilos de papas de semilla que son empleadas comúnmente. Debido a la inferioridad de peso y volumen, se puede constatar las enormes reducciones en almacenamiento y transporte.

El uso de papas semilla puede explicar más del 50% del costo de producción. La semilla verdadera de papa se puede producir mucho más económica que la semilla clonal de condiciones sanitarias comparativas, y reducir así el costo global de producción de papas o emplear menos multiplicaciones para obtener papas para el consumidor final.

Las desventajas con la tecnología de SVP son que las semillas no son genéticamente puras y exhiben heterogeneidad alta; El cultivo tarda para llegar a la madurez en comparación al cultivo desarrollado de tubérculos semilla; y la tecnología es laboriosa.

La propagación sexual de papas tiene un factor potencial de multiplicación del orden de 1:2000, en oposición a 1:10 con la multiplicación vegetativa. Esto es posible al reemplazar la cantidad existente y traer variedades recién multiplicadas mucho más rápido al flujo principal de la producción de papa que lo que actualmente es posible.

Mientras están almacenados, los tubérculos de semilla pueden perecer fácilmente debido a la influencia de plagas comunes, como los roedores. Incluso, disponiendo de costosas instalaciones para almacenaje en frío, pueden ocurrir considerables pérdidas en la cantidad de papas semilla almacenadas. Las propiedades de volumen y peso de la semilla verdadera de papa facilitan mucho la prevención de dichas pérdidas en almacenamiento. A temperaturas ambientes de 5 a 20°C, cuando las semillas alcanzan el contenido de humedad correcto, un jarro de vidrio o una bolsa de aluminio bastan para proteger la semilla verdadera de papa por muchos años.

Las bayas redondas de papa pueden cosecharse aproximadamente siete u ocho semanas después de la polinización. El diámetro de las bayas es entre 1 y 3 cm; cada baya contiene de 50 a 400 semillas verdaderas de papa. El peso de 100 semillas de semilla verdadera de papa varía entre 52 y más de 80 mg. El tamaño de la semilla varía de 1.3 a 1.8 mm., el cual es más pequeño que el de las semillas de tomate. El número de bayas por planta depende del número de flores, del éxito de la polinización y de la fijación de la baya. Después de la cosecha de la baya, la semilla verdadera de papa se extrae con la ayuda de una moledora. Una vez obtenidas las semillas, éstas se limpian, se desinfectan, se secan, empacan y almacenan.

La semilla verdadera de papa puede almacenarse exitosamente por un largo período sin perder su potencial para germinar y producir plantas de papa de crecimiento total. Los estudios han concluido que la viabilidad de la semilla comienza a declinar después de seis años bajo condiciones de almacenaje normales.

Las semillas botánicas de papa están en dormancia por cerca de seis meses después de la cosecha. La germinación de una semilla de menos de 6 meses de edad es irregular en oposición a una semilla de seis meses o más, que germina en un 90 a 100% bajo condiciones controladas.

Literatura consultada

• 1. Ahloowalia, B.S. 1994. Production and performance of mini-tubers. Euphytica 75: 163-172.

• 2. Akita, M. and S. Takayama. 1994. Induction and development of potato tubers in a jar fermentor. Plant Cell Tiss Org. Cult. 36: 177-182.

• 3. Akita, M. and Y. Ohta. 1998. A simple method for mass propagation of potato (Solanum tuberosum L.) using a bioreactor without forced aeration. Plant Cell Reports 18: 284-287.

• 4. Cassells, A.C. 1987. In vitro induction of virus-free potatoes by chemotherapy. In: Y.P.S. Bajaj (Ed.), Biotechnology in Agriculture and Forestry: Potato, Vol. 3. Springer-Verlag, Berlin. pp. 40-50.

• 5. Choi, Y.W., J.L. Cho and S.M. Kang. 1994 Studies on rapid multiplication of microtubers from potatoes (Solanum tuberosum L.) in vitro and their practical use. IV. Effect of coating and foliar treatments on field performance. J. Kor. Soc. Hort. 35: 323-329.

• 6. Chung, T.Y. 1989. Biotechnology in the Republic of Korea. Paper presented at the FAO Regional Expert Consultation on Biotechnology, Bangkok, Thailand.

• 7. Dodds, J.H. 1988. Tissue culture technology: practical application of sophisticated methods. Am. Potato J. 65: 167-180.

• 8. Donnelly, D.J., W.K. Coleman and S.E. Coleman. 2003. Potato microtuber production and performance: A review. Am. J. of Potato Research 80: 103-115.

• 9. Gable, B.V., O.S. Melik-Sarkisov, L.N. Tsoglin, S.L. Chernobrovkin and V.N. Ovchinnikov. 1990. Hydroponic installation for cultivation of seed minitubers of potato. Fiziol Rast. 38: 1032-1035.

• 10. Gálvez Rodríguez, Alejandro. 2001. Producción de Papa (Solanum tuberosum L) con la Técnica de Cultivo de Tejidos Vegetales. Invernamex. Buenavista, Saltillo, Coahuila.

• 11. Hansen, A.J. 1988. Chemotherapy of plant virus infections. In: E. Kurstak, R.G. Marusyk, F.A. Murphy and M.H.V. Van Regenmortel (Eds.), Applied Vorology Research, Vol. 1. Plenum Medical Book Company, New York. pp. 285-299.

• 12. Hao, Z., F. Ouyang, Y. Geng, X. Deng, Z. Hu, and Z. Chen. 1998. Propagation of potato tubers in a nutrient mist bioreactor. Biotech Tech 12: 641-644.

• 13. Hoque, M.I., N.B. Mila, M.D.S. Khan and R.H. Sarkar. 1996. Shoot regeneration and in vitro microtuber formation in potato (Solanum tuberosum L.). Bangladesh J. Bot. 25: 87-93.

• 14. Hoverkort, A.J. and D.E. van der Zaag. 1989. Innovative techniques in seed potato production in the Netherlands. CABO-Verslag No. 124. Centre for Agrobiological Research, Wageningen.

• 15. Li, B.Q., M. Zheng, X.J. Luo, J. Wang and B. Song. 1991. Large scale production of in vitro potato tubers: an example. Asian Potato J. 2: 13-15.

• 16. Martin, R.R. and J.D. Postman. 1999. Phytosanitary aspects of plant germplasm conservation. In: E.E. Benson (Ed.) Plant Conservation Biotechnology, Taylor and Francis Ltd., London. pp. 63-82.

• 17. Morel, G. and C. Martin. 1952. Guerison de dahlias atteints d"une maladie a virus. C. R. Acad. Sci. 235: 1324-1325.

• 18. Mori, K., E. Hamaya, T. Shimomura and Y. Ikegami. 1969. Production of virus-free plants by means of meristem culture. J. Central Agricultural Experiment Station, Konosu 13: 45-110.

• 19. Murashige, T. and F. Skoog. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473-497.

• 20. Naik, P.S. and S.M. Paul Khurana. 2003. Micropropagation in potato seed production: need to revise seed certification standards. J. Indian Potato Assoc. 30: 123-132.

• 21. Naik, P.S., D. Sarkar and P.C. Gaur. 1998. Yield components of potato microtubers: in vitro production and field performance. Ann. Appl. Biol. 133: 91-99.

• 22. Naik, P.S., S.K. Chakrabarti, D. Sarkar and R.K. Birhman. 2000. Potato Biotechnology: Indian Perspective. In: Khurana, S.M. Paul, G.S. Shekhawat, B.P. Singh and S.K. Pandey (Eds.) Potato Global Research and Development, Volume-I, Indian Potato Association, Shimla, pp.194-211.

• 23. Naik, P.S. 2005. Achieving self sufficiency in quality seed production in roots and tuber crops with special reference to potato. In: K.L. Chadha, B.S. Ahloowalia, K.V. Prasad and S.K. Singh (Eds.) Crop Improvement and Production Technology of Horticultural Crops, Vol. I. The Horticultural Society of India, New Delhi. pp. 243-255.

• 24. Naik, P.S. and D. Sarkar. 1997. Influence of light-induced greening on storage of potato microtubers. Biol. Plant. 39: 31-34.

• 25. Nyende, A.B., S. Schittenhelm, G. Mix Wagner and J.M. Greef. 2003. Production, storability, and regeneration of shoot tips of potato (Solanum tuberosum L.) encapsulated in calcium alginate hollow beads. In Vitro Cellular and Developmental Biology Plant 39: 540-544.

• 26. O"Hair, S.K., C.M. Baker and H.H. Bryan. 1987. Fluid drilling of embryos in potato improvement- a future possibility. In: Bajaj, Y.P.S. (Ed.) Biotechnology in Agriculture and Forestry: Potato. Vol 3, Springer-Verlag, Berlin. pp. 487-498.

• 27. Piao, X.C., D. Chakrabarty, E.J. Hahn and K.Y. Paek. 2003. A simple method for mass production of potato microtubers using a bioreactor system. Current Science 84: 1129-1132.

• 28. Ranalli, P., F. Bassi, G. Ruaro, P. DelRe, M. Di Candilo and G. Mandolino. 1994. Microtuber and minituber production and field performance compared with normal tubers. Potato Res. 37: 383-391.

• 29. Rigato,S., González, A., y Huarte,M. 2001. Producción de plántulas de papa a partir de técnicas combinadas de micropropagación e hidroponía para la obtención de semilla prebásica. Revista Latinoamericana de la Papa: 110-120.

• 30. Sajid, C.M., A. Quaraishi and M. Salim. 1986. Thermotherapy and menstem tip culture of S. tuberosum for elimination of potato viruses X, S and Y. Pakistan J. Botany 18: 249-253.

• 31. Sanchez, G.E., S.A. Slack and J.H. Dodds. 1991. Response of selected Solanum species to virus eradication therapy. Am. Potato J. 68: 299-315.

• 32. Sarkar, D. and P.S. Naik. 1998. Synseeds in potato: an investigation using nutrientencapsulated in vitro nodal segments. Scientia Horticult. 73: 179-184.

• 33. Sawyer, R.L. 1979. Annual Report. International Potato Centre, Lima, Peru.

• 34. Scott, G.J., R. Best and M. Bokanga. 2000. Roots and tubers in the global food system: A vision statement to the year 2020 (including Annex). A co-publication of CIP, CIAT, IFPRI, IITA and IPGRI. 111 P.

• 35. Singh, J. 1993. Seed production technology. In: K.L. Chadha and J.S. Grewal (Eds.), Advances in Horticulture Volume 7- Potato. Malhotra Publishing House, New Delhi, India. pp. 649-656.

• 36. Spiegel, S., E.A. Frison and R.H. Converse. 1993. Recent developments in therapy and virus-detection procedures for international movement of clonal plant germplasm. Plant Disease 77: 1176-1180.

• 37. Sun, H.S. and Y.J. Yang. 2004. Seed potato production in China. World Potato Congress. March 24-30, 2004. Kunming, Yunnan Province, China.

• 38. Teisson, C. and D. Alvard. 1999. In vitro production of potato microtubers in liquid medium using temporary immersion. Potato Res. 42: 499-504.

• 39. Tunwar, N.S. and S.V. Singh. 1988. Indian Minimum Seed Certification Standards. The Central Seed Certification Board, Department of Agriculture and Cooperation, Ministry of Agriculture, Govt. of India, New Delhi. pp. 171-175.

• 40. Uyen, N. Van and P. Vander Zaag. 1983. Vietnamese farmers use tissue culture for commercial potato production. Am. Potato J. 60: 873-879.

• 41. Wang, P.J. and C.Y. Hu. 1980. Regeneration of virus-free plants through in vitro culture. In: A. Fiechter (Ed.) Advances in Biochemical Engineering, Vol I, Springer-Verlag, Berlin. pp. 61-99.

• 42. Wang, P.J. and C.Y. Hu. 1982. In vitro mass tuberization and virus-free seed potato production in Taiwan. Am. Potato J. 59: 33-39.

Autor:

José Ramírez Villapudua

Roque Abel Sáinz Rodríguez.

Profesores investigadores de la Universidad Autónoma de Sinaloa y Agrobiológica, S.A. de C.V.