Viejas variantes para el aislamiento de hongos (página 2)

Para potenciar el aislamiento de levaduras sobre bacterias se procede según lo planteado para mohos, aunque no debe utilizarse estreptomicina.

Una variante sugerida por Kinderlerer y Phillips-Jones (1992) para el aislamiento de levaduras xerófilas, consiste en la utilización de Glicerol-Dicloran. Se prepara como se ha descrito para el Dicloran.  Resulta muy útil para las muestras con una actividad del agua menor que 0,95. Se incuba   a 25 ºC durante 7 a 21 días (Hocking y Pitt, 1992). El medio tiene una actividad del agua de 0,95 y un pH 5,6 (que puede rebajarse, como se ha explicado). Suprime las bacterias y restringe los mohos, permitiendo el crecimiento, pero con lentitud, de levaduras (Deák, 1992).

c) Técnicas de enriquecimiento

En ocasiones es preciso potenciar, o amplificar, la presencia de hongos en una muestra, previo a su aislamiento. En esos casos resultan adecuadas las técnicas de enriquecimiento. El primer paso consiste en incorporar la muestra en un medio líquido que contenga extracto de carne o extracto de levadura y su pH sea 3,7.  A continuación se incuba de 24 a 72 horas a temperaturas entre 25 º  y 30 ºC, y del crecimiento obtenido se hacen siembras en medios sólidos (tal como se sugiere en el acápite anterior). Esta variante tiene como inconveniente que falsea la proporción real en que se encuentra lo buscado en la muestra.

Si se desea aislar levaduras, a partir de muestras muy contaminadas con mohos, el desarrollo de estos últimos se puede restringir:

a)       Mediante la exclusión de aire: esto se logra añadiendo una capa de parafina líquida (o aceite mineral) estéril sobre la superficie del medio de cultivo, una vez realizada la adición de la muestra. Esta capa debe tener un grosor de 1 cm. Se incuba como se explicó previamente, hasta obtener un crecimiento adecuado.

b)       Otra variante consiste en añadir la muestra al medio en un erlenmeyer de 250 mL (ej. 10 g de muestra en 90 mL de medio). Una vez cumplido el paso anterior, los erlenmeyers se colocan en una zaranda  agitan   durante el tiempo y a las temperaturas ya sugeridas. Los mohos, en estas condiciones, no esporulan, sus micelios se agregan en forma de esferas[1] y se ven superados en multiplicación por las levaduras presentes, que se distribuyen de forma homogénea en el medio de cultivo.

 Para el aislamiento de levaduras osmofílicas son muy útiles los medios con  un 30 – 50% de glucosa y 30% de agar. Luego, las especies aisladas, en su mayoría, crecen sin dificultad en medios con concentraciones normales de glucosa.

En sentido general se prefieren medios de cultivos sólidos ya que posibilitan la observación de las colonias (caracteres macroscópicos). Sin embargo, para el estudio de hongos acuáticos el aislamiento debe iniciarse en medios líquidos para lograr una aproximación a su hábitat.

Para finalizar, les propongo algunas formulaciones que han resultado muy útiles para el aislamiento de hongos.

Formulaciones de algunos medios de cultivo útiles para el aislamiento de hongos*

*El pH de los mismos puede modificarse siguiendo lo orientado en el acápite de "medios de cultivo"

Referencias

1. Castañeda, RF: Parámetros empleados para la identificación de los hongos conidiales. Pasado y presente en la taxonomía de los hifomicetes. Rev. Protección Veg. 16 (2-3): 92-101, 2001.
2. Deák T: Media for enumerating spoilage yeasts. pp. 31-38 en: Modern Methods in Food Mycology. Samson RA et al., editores. Elsevier, Amsterdam. 1992.
3. Harrigan, WF y ME. McCance: Métodos de Laboratorio en Microbiología. Editorial Academia. León, España. 1968.
4. Hocking A, Pitt JI: Introduction and summary of the first international workshop on SMMEF. pp. 3-7 en: Modern Methods in Food Mycology. Samson RA et al., editores. Elsevier, Amsterdam. 1992.
5. Jarvis B, Williams AP: Methods for detecting fungi in foods and beverages. pp. 599-636 en: Food and Beverage Mycology. Beuchat LR, editor. Van Nostrand Reinhold, New York. 1987.
6. Jennings, DH: Fungal Biology, understanding the fungal life. BIOS Scientific Publishers Limitied. 1996.
7. Kinderlerer J, Phillips-Jones M: Mycology and spoilage of hazelnuts. pp. 133-139 en: Modern Methods in Food Mycology. Samson RA et al., editores. Elsevier, Amsterdam. 1992.
8. King AD: Methodology for routine mycological examination of food. pp. 11-20 en: Modern Methods in Food Mycology. Samson RA et al., editores. Elsevier, Amsterdam. 1992.
9. OXOID Limited: The OXOID Manual of Culture Meida, Ingredientes and other Laboratory Services. Third Edition. London. 1972.
10. Pitt JI.: Collaborative study on media for detection and differentiation of Aspergillus flavus and A. parasiticus, and the detection of aflatoxin production. pp. 303-308 en: Modern Methods in Food Mycology. Samson RA et al., editores. Elsevier, Amsterdam. 1992.
11. Pitt JI et al: Recommended methods for mycological examination of foods. pp. 365-368 en: Modern Methods in Food Mycology. Samson RA et al., editores. Elsevier, Amsterdam. 1992.
12. Skaar I, Stenwig H: Malt-yeast extract -sucrose agar, a suitable medium for enumeration and isolation of fungi from silage. Applied and Environmental Microbiology 62: 3614 – 3619, 1996.
13. Zapater, RC: Atlas de Diagnóstico Micológico. Edición Revolucionaria. Tercera Edición. Instituto Cubano del Libro. La Habana, 1973.

Autor:

Dr.C. Guillermo Barreto Argilagos

Centro para el Desarrollo de la Producción Animal (CEDEPA)

Facultad de Ciencias Agropecuarias

Universidad de Camagüey

[1] Esta cualidad es la que impide evaluar el crecimiento de mohos en sistemas batch a través del incremento de la DO, como se hace con levaduras y bacterias.